L’ingénierie tissulaire (IT) est une discipline dont l’objectif est de développer des substituts biologiques capables de restaurer, maintenir ou améliorer la fonction des tissus lésés. Pour cela, elle associe les principes de l’ingénierie des matériaux et des sciences de la vie (cellules réparatrices et signaux biologiques, biochimiques ou biophysiques).

La médecine régénératrice des tissus squelettiques (os, cartilage) et vasculaires a récemment bénéficié des progrès de l’IT pour faire son entrée en clinique humaine. Concernant les matériaux, et en fonction de la nature du tissu à régénérer, ceux-ci doivent présenter des propriétés physicochimiques (composition, élasticité, injectabilité, etc.) différentes [ 1], adaptées aux propriétés biologiques, mais également les propriétés biomécaniques des tissus cibles. Les cellules réparatrices utilisées en IT sont majoritairement représentées par les cellules souches et en particulier les cellules souches mésenchymateuses (CSM) adultes prélevées à partir de différents tissus : moelle osseuse [ 2], sang de cordon, sang adulte, cordon ombilical, périoste, muscle, tissu adipeux [ 3], membrane synoviale. Cependant, au vu de la diversité des applications cliniques de l’ingénierie tissulaire, l’identification des cellules les mieux adaptées est toujours source de débat au sein de la communauté scientifique : cellules autologues ou allogéniques, cellules souches adultes ou embryonnaires, cellules de moelle osseuse ou de tissu adipeux, etc.

Le cartilage articulaire (CA) est un tissu conjonctif hautement spécialisé situé à l’extrémité des os longs. Il est constitué de chondrocytes et de quelques cellules progénitrices. La matrice extracellulaire (MEC) du cartilage articulaire est richement hydratée et composée d’un réseau de collagènes fibrillaires (collagènes de types II, IX et XI) ainsi que de protéoglycanes dont l’aggrécane. Lorsqu’il est endommagé, le CA ne se régénère pas en raison principalement de son absence de vascularisation. Il a donc été proposé d’utiliser les techniques d’ingénierie tissulaire et de thérapie cellulaire pour régénérer ce tissu. Les CSM adultes semblent être de bonnes candidates pour l’IT du cartilage, puisqu’elles sont capables de se différencier vers le lignage chondrogénique [ 4] (Figure 1). Parmi les différentes sources de CSM, celles qui proviennent de la membrane synoviale présentent le meilleur potentiel de différenciation chondrogénique en termes de cinétique de différenciation, de prolifération et de quantité de protéines matricielles produites in vitro, mais également en termes de réparation de lésions cartilagineuses in vivo [ 5]. La différenciation chondrogénique des CSM est décrite comme reproduisant le processus d’ossification endochondrale [ 6]. Ainsi, les facteurs TGF-β1 (transforming growth factor) et IGF-1 (insulin growth factor), connus pour favoriser la différenciation chondrogénique au cours de l’ossification endochondrale (Figure 1) ont été utilisés avec succès pour différencier les CSM en chondrocytes [ 7].

Figure 1 Ingénierie tissulaire du cartilage articulaire : cellules souches mésenchymateuses et biomatériaux. Sur le panel de gauche les étapes successives de la différenciation en cellules du cartilage à partir des différents progéniteurs de la moelle osseuse, du tissu adipeux et de la membrane synoviale sont indiquées. Sur le panel central, les molécules intervenant à chacune de ces étapes, et sur le panel de droite les différents biomatériaux analysés.

Figure 1 Ingénierie tissulaire du cartilage articulaire : cellules souches mésenchymateuses et biomatériaux. Sur le panel de gauche les étapes successives de la différenciation en cellules du cartilage à partir des différents progéniteurs de la moelle osseuse, du tissu adipeux et de la membrane synoviale sont indiquées. Sur le panel central, les molécules intervenant à chacune de ces étapes, et sur le panel de droite les différents biomatériaux analysés.

Des facteurs environnementaux impliqués dans l’homéostasie articulaire influencent également la différenciation chondrogénique des CSM. Parmi ceux-ci : une faible tension en oxygène [ 8], les contraintes mécaniques [ 9] et la culture en trois dimensions ont été largement décrites. La différenciation chondrogénique des CSM, comme dans l’ossification endochondrale, ne s’arrête pas au stade du chondrocyte mature mais se poursuit vers l’hypertrophie du chondrocyte, la minéralisation de la MEC et la formation d’os [ 10]. Afin de prévenir le risque de formation d’un tissu minéralisé notamment in vivo, il semble cependant possible de contrôler ce processus en cocultivant les CSM avec des chondrocytes articulaires [ 11]. Par ailleurs, l’hypoxie, outre son action stimulatrice sur la différenciation chondrogénique précoce des CSM, pourrait également être utilisée pour prévenir l’apparition de marqueurs du stade terminal de différenciation chondrogénique [ 12]. Malgré le grand nombre de données in vitro conférant aux CSM des propriétés intéressantes pour la régénération du cartilage, seules de rares études cliniques ont été recensées. Celles-ci utilisent préférentiellement des CSM de moelle osseuse associées à des éponges de collagènes permettant, sous un lambeau périosté ou synovial, d’observer une réparation du cartilage [ 13– 15]. Ces études concluent généralement à une supériorité de la transplantation de CSM autologues sur les techniques chirurgicales classiques (microfracture ou débridement). Globalement, les lésions cartilagineuses traitées par transplantation de CSM sont comblées par un tissu de nature cartilagineuse, améliorant de ce fait les signes cliniques, mais la nature hyaline de ce tissu cartilagineux n’a jamais été prouvée. Ces transplantations de CSM sont par ailleurs réalisées au décours d’actes chirurgicaux souvent invasifs (arthrotomie¹). Afin de pouvoir recourir à des techniques d’implantation moins invasives (arthroscopiques), l’utilisation de biomatériaux injectables s’est rapidement imposée comme une solution cliniquement pertinente.

Aujourd’hui, les biomatériaux utilisés en IT du cartilage ont donc pour objectif, non seulement de permettre la transplantation par une voie non invasive des cellules sur le site de la lésion, mais aussi d’être des supports tridimensionnels (3D) permettant la différenciation chondrogénique des CSM [4]. Ces biomatériaux sont à base de protéines, de polysaccharides ou synthétiques (Figure 1) et ont déjà été utilisés pour la différenciation des CSM [ 16]. Parmi ces biomatériaux, les hydrogels ont récemment reçu une attention particulière. Ils sont composés de polymères visqueux synthétiques ou naturels qui possèdent la particularité de former des réseaux 3D après réticulation physique, ionique ou covalente. Ces hydrogels ont une teneur en eau proche de celle du cartilage, ce qui leur permet de mimer l’environnement 3D physiologique des cellules. Les hydrogels présentent également l’avantage d’être injectables et peuvent donc être implantés, après mélange avec les cellules, par chirurgie arthroscopique mini-invasive.

Finalement, parmi les nombreux concepts d’IT du cartilage articulaire en développement, seuls quelques-uns dépasseront le stade des études précliniques. Malgré les récents progrès enregistrés tant en biologie des CSM qu’en physico-chimie des biomatériaux, de nombreux paramètres doivent encore être affinés. La différenciation chondrogénique des CSM doit en particulier être très finement contrôlée (prévention de l’hypertrophie, stabilité du phénotype) et la biodégradation des matériaux mieux maîtrisée. Gageons cependant que les années prochaines verront l’émergence de cette discipline, à la frontière de la biologie et de la physicochimie, ouvrir de nouvelles fenêtres thérapeutiques en médecine régénératrice, notamment du cartilage articulaire.

À la différence du cartilage, le tissu osseux est un tissu conjonctif minéralisé, vascularisé, qui a la capacité de se renouveler tout au long de la vie par un processus de remodelage assuré par deux types cellulaires : les ostéoclastes qui résorbent la matrice osseuse et les ostéoblastes qui forment une nouvelle matrice extracellulaire. Un déséquilibre entre la résorption et la formation osseuse conduit à des pathologies osseuses comme l’ostéoporose et a pour conséquence des modifications importantes de la masse et de l’architecture osseuses. Celles-ci peuvent être à l’origine de fractures et de pertes massives de tissu osseux, difficiles à réparer sans stratégies de régénération tissulaire. Ces stratégies doivent tenir compte de la physiologie de ce tissu (minéralisé, vascularisé et innervé) et de sa fonction mécanique.

Les techniques d’ingénierie du tissu osseux sont à ce jour très prometteuses, notamment pour la régénération des pertes massives de tissu osseux. Ces techniques associent des cellules réparatrices [ 17, 18] qui doivent s’orienter vers le lignage ostéoblastique sous l’action de différents facteurs biochimiques, matriciels et mécaniques.

De nombreuses sources cellulaires peuvent être utilisées pour des applications en ingénierie du tissu osseux (Figure 2). Compte tenu des limites des cultures primaires de cellules humaines différenciées autologues obtenues à partir d’os trabéculaire ou alvéolaire [ 19] (quantité limitée de cellules, faible capacité de prolifération et de différenciation), les recherches se sont orientées rapidement vers l’utilisation de sources alternatives de cellules utilisables en clinique. Les cellules embryonnaires offrent d’intéressantes caractéristiques, en particulier leur pluripotence. La littérature décrit les nombreux stimulus (addition de facteurs ostéogènes, culture en micromasse) utilisés pour engager leur différenciation vers le lignage ostéoblastique [ 20] mais leur application dans le domaine de l’ingénierie tissulaire soulève des problèmes réglementaires et éthiques. Les cellules souches pluripotentes induites (iPS) devraient offrir dans les années à venir un potentiel considérable pour la médecine régénératrice. Leur orientation vers le lignage ostéoblastique a été montrée récemment [ 21] mais de nombreux obstacles technologiques doivent être levés pour une utilisation en ingénierie tissulaire. À ce jour, l’utilisation de CSM adultes semble être encore la plus prometteuse pour des applications cliniques [2].

Figure 2 Ingénierie tissulaire du tissu osseux : les cellules souches mésenchymateuses et leur microenvironnement.

Figure 2 Ingénierie tissulaire du tissu osseux : les cellules souches mésenchymateuses et leur microenvironnement.

De nombreux facteurs environnementaux gouvernent la différenciation des CSM vers le lignage ostéoblastique (Figure 2) [ 22]. En effet, une des caractéristiques du tissu osseux est d’abriter la moelle osseuse, siège de l’hématopoïèse contenant les cellules souches hématopoïétiques (CSH) nichées dans un tissu stromal composé des CSM et de nombreuses autres cellules (fibroblastes, cellules endothéliales, adipocytes, etc.). Les activités de ces cellules hématopoïétiques et stromales sont étroitement liées par des interactions cellule/cellule ou cellule/matrice extracellulaire et par l’intermédiaire de facteurs locaux (facteurs de croissance, morphogènes et cytokines) et hormonaux. De plus, ce tissu est en permanence soumis à des sollicitations mécaniques. Ce microenvironnement cellulaire, biochimique, matriciel et mécanique dans lequel se trouvent ces CSM peut être en partie mimé in vitro dans des modèles de culture en deux et trois dimensions, par l’addition de facteurs biochimiques, par l’utilisation de bioréacteurs mimant des contraintes mécaniques, ou encore par des supports matriciels comme structures d’hébergement de ces cellules qui peuvent orienter la différenciation de ces CSM.

Dans des modèles de culture en 2D, les étapes de la différenciation ostéoblastique sont bien identifiées et sont sous le contrôle de différents facteurs de transcription (cbfa1/runx2, osterix, Dlx5) [ 23]. Dans des structures 3D, les mécanismes sont beaucoup moins bien connus. Ces CSM peuvent être induites in vitro vers le lignage ostéogénique sous l’action de différents facteurs, tels que des facteurs ostéo-inducteurs [22] (addition de BMP [bone morphogenetic protein]- 2 ou de BMP-7). Dans cette même optique, les matériaux peuvent être supplémentés avec ces protéines morphogénétiques avant leur implantation afin de stimuler la différenciation des CSM du tissu hôte. Les CSM peuvent être également orientées in situ par les propriétés mécaniques intrinsèques de la matrice 3D au sein de laquelle elles sont hébergées [1].

Les pathologies cardiovasculaires restent la principale cause de mortalité dans les pays occidentaux. Actuellement, face aux atteintes de l’intégrité du système vasculaire, des solutions existent : techniques curatives endovasculaires, techniques réparatrices de pontage du segment artériel défectueux par un substitut vasculaire. Ces substituts doivent répondre à une double exigence : combiner des propriétés structurales qui garantissent un comportement mécanique satisfaisant et des propriétés superficielles qui garantissent l’hémocompatibilité. Si la chirurgie de revascularisation appliquée aux artères de diamètre supérieur à 5-6 mm est performante à long terme avec les prothèses en Dacron^® et en ePTFE (polytétrafluoroéthylène expansé) utilisées en clinique, aucun de ces matériaux ne convient pour remplacer des vaisseaux de plus petit diamètre. En effet, l’utilisation de substituts synthétiques présente deux limites majeures : ses propriétés (bio)mécaniques (faible compliance comparativement aux artères natives) et biologiques (non-recouvrement par un endothélium). Dans l’acception la plus étendue de l’IT appliquée au domaine vasculaire, plusieurs approches sont envisageables selon l’application visée : transplantation de cellules (confinées ou non) dans un territoire ischémié, équivalents de tissus dont la vascularisation doit être assurée/suscitée, fonctionnalisation de matrices ou de biomatériaux par des cellules in vitro ou par des revêtements de nature variable pour recruter in situ les cellules adéquates. Un des objectifs majeurs de ces constructions hybrides est en effet de présenter, à terme, au contact du sang, une surface cellulaire non thrombogène [ 51].

En ingénierie vasculaire, des résultats cliniques probants sont rapportés avec des biomatériaux (dégradables ou non) associés - préalablement à leur implantation - à des cellules autologues dans la réalisation de pontages [ 34], de constructions vasculaires totalement autologues [ 35], ou dans la chirurgie des cardiopathies congénitales [ 36]. Selon les cas, les cellules ensemencées sont soit matures soit immatures et, dans ce cas, elles se différencieront in situ. Ainsi, les paramètres déterminants portent sur les choix d’un ou plusieurs types cellulaires et de leur source d’une part, et sur le choix des matériaux à coloniser d’autre part.

Cellules souches pluripotentes source de cellules endothéliales

En ce qui concerne la source cellulaire, les cellules souches offrent l’avantage théorique d’avoir un potentiel de prolifération élevé et d’être relativement accessibles pour l’ingénierie vasculaire. D’importants travaux ces dernières années contribuent à une meilleure connaissance des processus qui conduisent à la différenciation vasculaire : des cellules souches embryonnaires pluripotentes, placées dans des conditions de culture précises, ont la capacité de se différencier en cellules spécialisées correspondant à tous les tissus de l’organisme, y compris les tissus vasculaires [ 37]. Leur utilisation en thérapie vasculaire clinique [ 38] et l’ingénierie tissulaire permettraient de remédier aux limites rencontrées avec les cellules progénitrices endothéliales (EPC) (voir ci-dessous). Des constructions tissulaires microvascularisées [38] qui utilisent ces cellules confinées dans des matrices 3D naturelles ou synthétiques (Figure 3) ont été ainsi développées.

Figure 3 Ingénierie du tissu vasculaire : les cellules issues des CSH, des CSM, endothéliales et EPC, les biomatériaux et les contraintes mécaniques les mieux connues (contraintes de cisaillement). CSM : cellule souche mésenchymateuse ; CSH : cellules souches hématopoïétiques ; EPC : progéniteur épithélial circulant.

Figure 3 Ingénierie du tissu vasculaire : les cellules issues des CSH, des CSM, endothéliales et EPC, les biomatériaux et les contraintes mécaniques les mieux connues (contraintes de cisaillement). CSM : cellule souche mésenchymateuse ; CSH : cellules souches hématopoïétiques ; EPC : progéniteur épithélial circulant.

D’autres cellules souches pluripotentes, les iPS, ont la capacité de se différencier en cellules de la paroi vasculaire (endothéliales [CE] et musculaires lisses [CML]) et d’en exprimer les marqueurs [ 39]. Des cellules souches résident aussi dans l’organisme adulte au sein de véritables entités spatiotemporelles dynamiques (niches) qui vont contrôler le destin de ces cellules dans les tissus, sous la dépendance de communications cellulaires [ 40].

Les récentes avancées de la biologie des cellules souches et des sciences des matériaux ont contribué à faire de l’ingénierie tissulaire une stratégie prometteuse pour la régénération des tissus squelettiques et vasculaires. Cependant, et malgré des résultats in vivo très encourageants, l’IT est encore loin de permettre la régénération d’un tissu totalement fonctionnel et comparable au tissu sain. Parallèlement, l’utilisation des CSM en médecine régénératrice reste encore limitée. En effet, les capacités de régénération des CSM diminuent avec l’âge du donneur. L’amplification des CSM in vitro à long terme peut également entraîner l’apparition de modifications altérant leur phénotype. De plus, les données concernant les propriétés immunomodulatrices des CSM après différenciation sont contradictoires et devront être clarifiées avant leur possible utilisation clinique [ 54](→).

(→) Voir l’article de C. Ménard et K. Tarte, page 269 de ce numéro

Finalement, rappelons que l’IT est une discipline encore jeune ; le cadre réglementaire qui gère les produits d’IT n’était pas défini il y a trois ans. Néanmoins, les premiers produits issus de l’IT frappent aujourd’hui à la porte des essais cliniques, sachant qu’un règlement européen (CE/1394/2007) encadre depuis le 30 décembre 2008 le développement de ces produits de thérapie innovante (PTI) [52] (→).

(→) Voir l’article de L. Sensebé et P. Bourin, page 297 de ce numéro

C. Vinatier déclare avoir des liens permanents avec l’entreprise Graftys SA. L. Bordenave, J. Guicheux et J. Amédée déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts concernant les données publiées dans cet article.