Les entérocoques sont responsables d’infections humaines, principalement dues à Enterococcus faecalis (80 % à 90 % des cas) et à Enterococcus faecium (5 à 10 % des cas) tandis que les autres espèces occasionnellement retrouvées sont Enterococcus gallinarum, Enterococcus casseliflavus, Enterococcus durans, Enterococcus avium et Enterococcus hirae [ 1]. En 2006, les entérocoques représentaient 6,4 % des micro-organismes isolés au cours d’infections nosocomiales en France et étaient classés au 5^e rang après Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa et les staphylocoques à coagulase négative [ 2]. Les infections urinaires sont les plus fréquentes alors que des infections sévères ne sont pas rares, à type de bactériémies, endocardites ou infections intra-abdominales [1].

Alors que les entérocoques sont des bactéries considérées comme peu virulentes, leur multirésistance aux antibiotiques représente le principal problème en pratique clinique ; c’est particulièrement vrai lors des infections dues à E. faecium, souvent résistant à toutes les β-lactamines [ 3]. La famille des glycopeptides (vancomycine, teicoplanine) constitue une option thérapeutique de choix pour le traitement des infections dues à ces germes. Les entérocoques sont naturellement sensibles à la vancomycine (CMI¹ modale de 1 mg/l) et à la teicoplanine (CMI modale de 0,5 mg/l), si on excepte les deux espèces naturellement résistantes à la vancomycine, E. gallinarum et E. casseliflavus [ 4]. Les premières souches d’entérocoques résistantes aux glycopeptides (ERG) ont été décrites à la fin des années 1980 en France et en Angleterre. Depuis, ces souches ont largement diffusé, notamment aux États-Unis où elles représentent un important problème de santé publique [ 5].

Comme les β-lactamines et la fosfomycine, les glycopeptides sont des inhibiteurs de la synthèse de la paroi bactérienne, plus précisément du constituant majeur de celle-ci, le polymère peptidoglycane (Figure 1) [ 6, 7]. Le mode d’action de ces antibiotiques repose sur leur forte affinité pour l’extrémité des précurseurs monomériques de la paroi se terminant par un dipeptide D-alanyl-D-alanine à laquelle ils se fixent par l’intermédiaire de cinq liaisons hydrogène (Figure 2) [ 8]. Les glycopeptides s’y fixent au niveau de la face externe de la membrane cytoplasmique (Figure 1) [6, 7]. Sans pénétrer dans le cytoplasme, ils empêchent ainsi, par encombrement stérique (du fait de leur masse moléculaire élevée d’environ 1 500 Da), les étapes enzymatiques (transglycosylation et transpeptidation) au cours de l’assemblage du peptidoglycane naissant (Figure 1) [6, 7].

Figure 1 Représentation schématique de la biosynthése du peptidoglycane et du mode dșaction desglycopeptides. La synthèse du peptioglycane s’effectue en trois étapes  : (1) une étape intra-cytoplasmique (C) avec formation UDP-N-acétyl-muramoyl-pen ta peptide à partir d’UDP-N-acétyl-muramoyl-tripeptide et d’un dipeptide D-Ala-D-Ala ; (2) la translocation via un transporteur lipidique des précurseurs pentapeptidiques (lipide I/lipide II) de la surface interne vers la surface externe de la membrane cytoplasmique (M) ; (3) l’incorporation de ces précurseurs au peptidoglycane issant par transglycosylation et la formation ponts interpeptidiques par transpeptidation au niveau de la paroi (P). La fixation de lșantibiotique au niveau de l’extrémité D-Ala-D-Ala des précurseurs pentapeptidiques inhibe les étapes finales de transglycosylation et de inspeptidation (d’après [6, 7]).

Figure 1 Représentation schématique de la biosynthése du peptidoglycane et du mode dșaction desglycopeptides. La synthèse du peptioglycane s’effectue en trois étapes  : (1) une étape intra-cytoplasmique (C) avec formation UDP-N-acétyl-muramoyl-pen ta peptide à partir d’UDP-N-acétyl-muramoyl-tripeptide et d’un dipeptide D-Ala-D-Ala ; (2) la translocation via un transporteur lipidique des précurseurs pentapeptidiques (lipide I/lipide II) de la surface interne vers la surface externe de la membrane cytoplasmique (M) ; (3) l’incorporation de ces précurseurs au peptidoglycane issant par transglycosylation et la formation ponts interpeptidiques par transpeptidation au niveau de la paroi (P). La fixation de lșantibiotique au niveau de l’extrémité D-Ala-D-Ala des précurseurs pentapeptidiques inhibe les étapes finales de transglycosylation et de inspeptidation (d’après [6, 7]).

La résistance aux glycopeptides est due à la production de précurseurs de la paroi modifiés (terminés par D-alanyl-D-lactate ou D-alanyl-D-sérine) et à l’élimination des précurseurs naturels de haute affinité (terminés par D-Ala-D-Ala) [ 9]. Cette modification de cible résulte de la coopération de plusieurs gènes organisés en opéron codant pour l’ensemble des enzymes nécessaires à la reprogrammation du peptidoglycane [9, 10]. Le changement porte sur l’extrémité du précurseur et fait disparaître une liaison hydrogène essentielle. Ainsi l’affinité de la vancomycine pour les précurseurs terminés par D-Ala-D-Lac devientelle mille fois moins élevée que celle pour les précurseurs sauvages (terminés en D-Ala-D-Ala) (Figure 2) [8].

Figure 2 Liaison entre la vancomycine et les différentes formes de dipeptide terminal des précurseurs pentapeptidiques. Cinq liaisons hydrogène sont impliquées avec le dipeptide D-Ala-D-Ala, alors que seulement quatre le sont avec le dipeptide D-Ala-D-Lac (d’après [8]).

Figure 2 Liaison entre la vancomycine et les différentes formes de dipeptide terminal des précurseurs pentapeptidiques. Cinq liaisons hydrogène sont impliquées avec le dipeptide D-Ala-D-Ala, alors que seulement quatre le sont avec le dipeptide D-Ala-D-Lac (d’après [8]).

Neuf types de résistance aux glycopeptides ont été décrits à ce jour, sur des critères phénotypiques et génotypiques (Tableau I) [6, 11, 12] . Huit correspondent à un mécanisme de résistance acquise (VanA, VanB, VanD, VanE, VanG, VanL, VanM et VanN) tandis qu’un seul est une caractéristique intrinsèque d’espèce (VanC chez E. gallinarum et E. casseliflavus) [3, 9]. Les types VanA et VanB sont les phénotypes les plus fréquemment retrouvés chez les entérocoques (surtout E. faecium) alors que seul VanA a diffusé chez une dizaine de souches de S. aureus rapportées aux États-Unis [9]. Les souches VanA sont hautement résistantes à la vancomycine et à la teicoplanine de façon inductible alors que les souches VanB présentent des niveaux variables de résistance uniquement à la vancomycine, seule inductrice [9].

Tableau I Résistance aux glycopeptides chez les entérocoques. R : haut niveau de résistance (CMI > 16 mg/l) ; r  : bas niveau de résistance (CMI 8-16 mg/l) ; S  : sensible (d’après [6, 11, 12]).

Tableau I Résistance aux glycopeptides chez les entérocoques. R : haut niveau de résistance (CMI > 16 mg/l) ; r  : bas niveau de résistance (CMI 8-16 mg/l) ; S  : sensible (d’après [6, 11, 12]).

L’opéron vanA est classiquement porté par un transposon (élément génétique mobile) de type Tn3 (Tn1546) et comprend cinq gènes impliqués dans la résistance aux glycopeptides (vanHAXYZ) et deux gènes de régulation (vanRS) (Figure 3) [10]. Le gène vanH code pour une déshydrogénase qui réduit le pyruvate en D-Lac et fournit un substrat pour la ligase codée par le gène vanA qui catalyse la formation d’un depsipeptide^2, D-Ala-D-Lac. Après diverses étapes, ce depsipeptide est finalement incorporé au peptidoglycane en cours d’élongation. Cependant, la résistance ne peut s’exprimer puisque la synthèse bactérienne de précurseurs sauvages persiste et qu’il suffit qu’un petit nombre gagne la surface de la bactérie pour que la vancomycine s’y fixe et interrompe la synthèse de la paroi. L’élimination de ces précurseurs «  sensibles  » est la tâche du gène vanX qui code pour une D,D-dipeptidase, qui hydrolyse le dipeptide D-Ala-D-Ala formé par la ligase naturelle Ddl, et du gène vanY qui code pour une D,D-carboxypeptidase qui élimine le D-Ala terminal des précurseurs en cas d’élimination incomplète du D-Ala-D-Ala par vanX. Enfin, l’expression de l’opéron vanA est contrôlée par un système de régulation à deux composants, un activateur transcriptionnel et un capteur histidine-kinase, codés respectivement par les gènes vanR et vanS [10].

Figure 3 Résistance de type VanA. Haut : organisation de l’opéron vanA (les flèches indiquent les gènes et la direction de la transcription). Bas : représentation schématique de la synthèse des Précurseurs du peptidoglycane après induction par un glycopeptide. P reg, promoteur des gènes de régulation  ; P res, promoteur des gènes de résistance (d’après [6]).

Figure 3 Résistance de type VanA. Haut : organisation de l’opéron vanA (les flèches indiquent les gènes et la direction de la transcription). Bas : représentation schématique de la synthèse des Précurseurs du peptidoglycane après induction par un glycopeptide. P reg, promoteur des gènes de régulation  ; P res, promoteur des gènes de résistance (d’après [6]).

Notons qu’il existe des souches résistantes (VanA ou VanB) qui sont dites dépendantes à la vancomycine ou à la teicoplanine («  toxicomanes  ») car elles requièrent la présence de l’antibiotique pour leur croissance. Ceci est lié à la présence de mutations dans le gène ddl rendant la ligase naturelle non fonctionnelle. Ces souches dépendent donc entièrement de l’opéron de résistance exprimé après induction pour la synthèse de peptidoglycane [6, 10].

Malgré la situation initialement rassurante, des changements dans la prévalence des ERG ont été rapportés récemment en Europe (Figure 4) [ 21]. En 2005, la Grèce et le Portugal rapportent un taux de résistance aux glycopeptides chez les E. faecium isolés d’hémoculture avoisinant 40 %, et l’Allemagne un taux de plus de 10 %, ce qui témoigne d’une évolution de la situation.

Figure 4 Évolution de la proportion de cas de résistance à la vancomycine. Résistance chez les E. faecium isolés d’hémocultures en Europe de 2002 à 2008 [21].

Figure 4 Évolution de la proportion de cas de résistance à la vancomycine. Résistance chez les E. faecium isolés d’hémocultures en Europe de 2002 à 2008 [21].

En France, les premiers signaux d’alerte ont été les déclarations de cas groupés à l’Institut de veille sanitaire (InVS) dont le nombre a augmenté brutalement depuis 2004 (Figure 5). De plus, des épidémies hospitalières d’ampleur inhabituelle dans trois groupes hospitaliers éloignés géographiquement ont été rapportées en 2004-2005. Entre 62 et 144 patients ont été touchés dans ces établissements sur un total de plus de 400 patients. Ces épidémies sont considérées comme étant contrôlées actuellement [ 22, 23]. La diffusion des souches par les filières de soins lors de transferts de patients colonisés a joué un rôle important dans l’ampleur des épidémies et les difficultés à les contrôler. Les signalements de cas à ERG, soit nouveaux dans des hôpitaux qui n’en avaient jamais eus, soit épidémiques, se sont multipliés depuis (Figure 5). Parmi les 902 ERG isolés de 2006 à 2008 et reçus au Centre national de référence, 94,8 % étaient des E. faecium et 4,6 % des E. faecalis. Les deux tiers des E. faecium contenaient les gènes vanA (66,7 %) alors que 33,1 % et 0,3 % contenaient respectivement les gènes vanB et vanD. L’analyse des souches par électrophorèse en champ pulsé a montré que, pour un hôpital, un ou plusieurs clones majeurs et quelques clones minoritaires étaient associés à l’épidémie. Les clones majoritaires peuvent diffuser dans les établissements proches mais ils sont différents entre hôpitaux éloignés, hormis de rares exceptions.

Figure 5 Signalement à l’Institut de veille sanitaire (InVS) des cas d’infections/colonisations à entérocoques résistants aux glycopeptides et nombre de souches reçues au CNR et résistantes aux antibiotiques (Laboratoire associé entérocoques) de 2001 à 2008 [Roland Leclercq]. Le nombre de cas signalés annuellement est indiqué par les barres jaunes et le nombre de souches reçues ar les barres violettes.

Figure 5 Signalement à l’Institut de veille sanitaire (InVS) des cas d’infections/colonisations à entérocoques résistants aux glycopeptides et nombre de souches reçues au CNR et résistantes aux antibiotiques (Laboratoire associé entérocoques) de 2001 à 2008 [Roland Leclercq]. Le nombre de cas signalés annuellement est indiqué par les barres jaunes et le nombre de souches reçues ar les barres violettes.

Suite aux épidémies de 2004-2005, diverses recommandations ont été émises (voir la fiche opérationnelle^3, diffusée par la Direction de l’hospitalisation et de l’organisation des soins du 6 décembre 2006). L’application de ces recommandations a permis le contrôle plus ou moins rapide des épidémies à chaque fois qu’elles étaient signalées. Globalement, de plus en plus d’établissements rapportent des isolements d’ERG, mais les épidémies sont contrôlées plus rapidement et la situation en 2009 n’est pas celle d’une endémo-épidémie «  à l’américaine  » comme on pouvait le craindre. Les chiffres de résistance à la vancomycine chez les E. faecium isolés d’hémoculture restent très bas pour la France (moins de 2 % en 2008) [21].

En utilisant diverses méthodes de typage, en particulier des techniques de séquençage comme le Multilocus Sequence Typing (MLST), il est apparu qu’un groupe de clones de E. faecium isolés en milieu hospitalier pouvait être identifié et distingué des clones isolés chez les animaux et les humains porteurs sains en communauté [5, 24]. Ce groupe de clones appelé clonal complex 17 (CC17) est caractérisé par des marqueurs comme la résistance de haut niveau à l’ampicilline, la présence (non constante) des gènes de virulence esp et hly et la résistance aux fluoroquinolones [5]. Les souches CC17 se sont adaptées à l’hôpital depuis plusieurs années mais n’étaient pas initialement résistantes à la vancomycine. i est proposé est celui de la dissémination de souches de E. faecium CC17 adaptées à l’hôpital qui n’ont acquis que récemment des plasmides de résistance à la vancomycine. L’acquisition de ces plasmides par les souches CC17 serait due à leur transfert horizontal à partir des souches communautaires ERG introduites à l’hôpital lors de l’admission de patients porteurs, mais cette hypothèse reste à confirmer.

Il semble donc que l’on soit confronté à une situation nouvelle caractérisée par la présence de souches d’ERG adaptées à l’hôpital qui sont par définition plus difficiles à éradiquer.

Le traitement habituel des infections à entérocoques repose soit sur l’ampicilline (ou l’amoxicilline), soit sur la vancomycine associée à la gentamicine dans les infections sévères. Ces antibiotiques ne sont pas utilisables en présence de E. faecium résistants aux glycopeptides car ils sont presque toujours résistants à l’ampicilline. Face à cette impasse thérapeutique, le développement d’antibiotiques nouveaux a permis d’apporter quelques solutions.

Le premier antibiotique développé a été la quinupristine-dalfopristine, une streptogramine injectable, dérivée de la pristinamycine [ 25]. La nécessité d’une administration de cet antibiotique par cathéter central, l’apparition de résistance chez E. faecium (environ 10 %) et la résistance naturelle, constante, de E. faecalis en ont limité l’usage.

Le linézolide, seul représentant d’une nouvelle famille, les oxazolidinones, administrable en intra veineux ou per os, est actif contre les ERG (CMI modale 1 mg/l) quelle que soit l’espèce, et a été utilisé dans cette indication [25]. Alors que la fréquence de l’utilisation de cet antibiotique allait croissant, quelques souches d’ERG résistantes au linézolide, parfois épidémiques, ont été rapportées, notamment aux États- Unis [ 26]. La résistance est due à des mutations ribosomiques au niveau du site de fixation de l’oxazolidinone.

La tigécycline est une glycylcycline qui a l’intérêt par rapport aux tétracyclines classiques d’être active contre les souches résistantes à ces dernières [25]. Les souches cliniques résistantes sont exceptionnelles. Cependant, l’expérience clinique avec la tigécycline dans le traitement des infections à ERG est très limitée.

Ces trois antibiotiques récemment développés sont bactériostatiques contre les entérocoques. Seule la daptomycine, un nouveau lipopeptide cyclique administrable par voie intraveineuse, se montre bactéricide. Cependant, cet antibiotique a surtout été développé contre les staphylocoques et l’expérience clinique, insuffisante dans les infections à entérocoques, ne permet pas son utilisation dans le cadre de l’autorisation de mise sur le marché.

Au total, si plusieurs antibiotiques sont maintenant disponibles, l’efficacité de la plupart d’entre eux dans les infections à ERG reste à valider.

Pour les entérocoques, comme pour d’autres bactéries, la multirésistance aux antibiotiques complique la prise en charge des patients infectés [ 27, 28]. L’épidémiologie des ERG a récemment changé en France et en Europe avec la survenue d’épidémies hospitalières. Cependant, l’histoire récente nous montre que si les épidémies sont décelées très tôt et si les efforts indispensables sont faits, elles peuvent être contrôlées. Ce contrôle est nécessaire si l’on veut éviter le transfert de la résistance aux glycopeptides aux staphylocoques dorés multirésistants comme cela a été observé aux États-Unis. Ce danger existe d’autant plus que la France, comme d’autres pays européens, connaît un taux encore trop élevé de staphylocoques multirésistants [ 30] (→).

(→) Voir l’article d’Oana Dumitrescu et al., page 943 de ce numéro

La dissémination de souches appartenant à un complexe clonal considéré comme adapté à l’hôpital fait prédire que les ERG ne pourront être complètement éradiqués des hôpitaux. C’est la surveillance constante de ces bactéries et une réaction rapide pour le contrôle des épidémies débutantes qui permettront d’éviter une situation endémique irréversible.

Les auteurs déclarent n’avoir aucun confit d’intérêts concernant les données publiées dans cet article.