Les récepteurs membranaires sont la cible d’informations extérieures à la cellule, portées par les moléculesmessages qu’ils reconnaissent. Leur rôle est de transmettre cette information à l’intérieur de la cellule. Pour cela, la liaison de la molécule-message à son récepteur est convertie en une première information structurale (un changement conformationnel du récepteur) se traduisant elle-même par l’ouverture d’un canal ionique ou la régulation d’activités enzymatiques intracellulaires (kinases, GTPases). Plusieurs stratégies moléculaires permettant d’intégrer et de transmettre à travers la membrane l’information contenue dans la liaison d’une molécule à son récepteur ont été sélectionnées par les processus évolutifs. Ces stratégies correspondent à autant de classes structurales de récepteurs, parmi lesquels se trouvent les récepteurs couplés aux protéines G (RCPG) (→). Ces derniers sont les récepteurs de la majorité des hormones, des neurotransmetteurs et de certains facteurs de croissance et de différenciation cellulaire. Ils interviennent ainsi dans tous les grands systèmes de communication intercellulaire et jouent un rôle prépondérant dans la perception sensorielle chimique: ce sont en effet les récepteurs des « odeurs », des « molécules du goût », des phéromones [ 1]. Des gènes codant pour des RCPG ont été identifiés dans le génome d’êtres vivants très distants d’un point de vue évolutif, tels que la plante A. thaliana, la levure S. cerevisiae, le nématode C. elegans, la mouche D. melanogaster et les vertébrés, pour lesquels ils constituent une des plus grandes familles géniques. Par définition, les RCPG exercent la plupart de leurs effets cellulaires en stimulant une étape clé du cycle d’activation de GTPases hétérotrimériques (ou protéines G), l’échange GDP-GTP. Cette propriété provient de la présence, dans tous les RCPG, d’un unique motif structural, le domaine heptahélice constitué de sept hélices transmembranaires reliées par des boucles de longueur variable [ 2]. La dénomination « récepteurs heptahélices » plutôt que « RCPG » sera d’ailleurs utilisée dans la suite du texte, car si toutes les protéines de la famille des RCPG possèdent un domaine heptahélice, certaines ne semblent pas capables d’activer les protéines G, et d’autres sont capables d’activer des voies de signalisation différentes de celles mettant en jeu des protéines G [ 3].

(→) m/s 2000, n° 5, p. 644

La comparaison des structures primaires de ces régions transmembranaires permet de définir plusieurs classes de récepteurs heptahélices [ 4]. La plus « célèbre » est la classe des récepteurs apparentés à la rhodopsine (→), ou classe I, qui regroupe, de manière non exhaustive, les récepteurs olfactifs (→→) et les récepteurs des amines biogènes. De la même façon, les récepteurs des peptides de type glucagon, sécrétine et PACAP (pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide) forment la classe II. D’autres familles telles que celles des récepteurs VN des phéromones ou des récepteurs T2 du « goût acide » ont été plus récemment identifiées [ 5]. Il est communément admis que ces récepteurs fonctionnent comme des protéines « allostériques monomériques »: les agonistes se fixeraient totalement ou en partie au sein du domaine heptahélice pour en induire ou en sélectionner une conformation active capable d’activer les protéines G [1]. Pour les récepteurs heptahélices de la classe III, des données récentes, présentées ici, montrent qu’ils fonctionnent sous forme de dimères et que les interactions entre sous-unités sont essentielles à leur activité.

(→) m/s 1998, n° 12, p. 1315

(→→) m/s 1999, n° 11, p. 1211

La classe III des récepteurs heptahélices rassemble plusieurs groupes de récepteurs présents dans de multiples espèces animales [ 6] (Figure 1A). Il s’agit notamment du groupe des huit récepteurs métabotropiques (mGlu_1-8) du principal neurotransmetteur excitateur du système nerveux central: le glutamate. Ces récepteurs - outre les récepteurs- canaux du glutamate - jouent un rôle essentiel dans la modulation de la transmission synaptique. Des molécules agissant spécifiquement sur ces récepteurs présentent un intérêt thérapeutique pour le traitement de la douleur, de l’anxiété, de la dépendance à certaines drogues. Au sein de la classe III, se trouvent également les récepteurs GABA_B qui, avec les récepteurs-canaux GABA_A, sont des récepteurs de l’acide γ-aminobutyrique, le neurotransmetteur inhibiteur le plus répandu du système nerveux des vertébrés adultes (40 % des neurones le synthétisent). La classe III regroupe également des récepteurs mis en jeu dans la perception chimique de l’environnement, tels que les récepteurs T₁ des papilles gustatives, impliqués dans la perception des saveurs sucrées et du glutamate (goût aussi dénommé « umami ») (→), ainsi qu’un groupe d’environ une centaine de récepteurs exprimés dans l’organe voméronasal des mammifères et susceptibles d’être des récepteurs des phéromones [ 7, 8] (→→). Tous ces récepteurs sont également apparentés aux récepteurs olfactifs de certains poissons téléostéens, ainsi qu’aux récepteurs des ions Ca²⁺ (CaS), dont un des rôles physiologiques majeurs est d’être le « détecteur » de la concentration extracellulaire en ions Ca²⁺ ([Ca]_e) au sein de la boucle de régulation de la calcémie.

(→) m/s 2000, n° 6-7, p. 852

(→→) m/s 1997, n° 2, p. 201

Figure 1. La classe III des récepteurs heptahélices. A. Arbre phylogénétique des récepteurs heptahélices de classe III. L’arbre a été construit à partir de l’alignement des séquences des domaines heptahélices uniquement [6]. On distingue plusieurs grands groupes: les récepteurs métabotropiques du glutamate (mGlu), les récepteurs métabotropiques du GABA (GABAB), les récepteurs T1 du goût, des récepteurs présomptifs des phéromones, les récepteurs-détecteurs du calcium (CaS) ainsi que des récepteurs olfactifs de certains poissons osseux. Le récepteur Bride of sevenless (BOSS) de D. melanogaster ainsi que des récepteurs orphelins clairement apparentés à cette classe de récepteurs n’ont pas été inclus dans cet arbre par souci de simplification. Des séquences issues de plusieurs espèces animales sont représentées: Homo sapiens (rouge), Rattus norvegicus et Mus musculus (bleu), les poissons Fugu rubripes et Carassius auratus (violet), Drosophila melanogaster (vert foncé), Caenorhabditis elegans (orange). Des séquences apparentées sont aussi présentes chez des organismes primitifs tels que l’éponge Geodia cydonium (noir) et l’amibe Dictyostelium discoideum (pointillé noir). B. Organisation topologique des domaines structuraux des récepteurs heptahélices de classe III. Outre un domaine transmembranaire heptahélice (bleu), la majorité de ces récepteurs présente un domaine extracellulaire (rose) appelé domaine Venus flytrap. Un domaine riche en cystéines (9 cystéines pour 80 résidus, représenté en jaune) s’intercale entre le domaine Venus Flytrap et les sept domaines transmembranaires, sauf dans le cas des récepteurs GABAB. C. Un récepteur de classe III conformément à la représentation schématique utilisée dans cet article. R.: récepteur; S: séquence signal; Ext: extracellulaire; Int: intracellulaire; Mb: membrane cellulaire.

Figure 1. La classe III des récepteurs heptahélices. A. Arbre phylogénétique des récepteurs heptahélices de classe III. L’arbre a été construit à partir de l’alignement des séquences des domaines heptahélices uniquement [6]. On distingue plusieurs grands groupes: les récepteurs métabotropiques du glutamate (mGlu), les récepteurs métabotropiques du GABA (GABAB), les récepteurs T1 du goût, des récepteurs présomptifs des phéromones, les récepteurs-détecteurs du calcium (CaS) ainsi que des récepteurs olfactifs de certains poissons osseux. Le récepteur Bride of sevenless (BOSS) de D. melanogaster ainsi que des récepteurs orphelins clairement apparentés à cette classe de récepteurs n’ont pas été inclus dans cet arbre par souci de simplification. Des séquences issues de plusieurs espèces animales sont représentées: Homo sapiens (rouge), Rattus norvegicus et Mus musculus (bleu), les poissons Fugu rubripes et Carassius auratus (violet), Drosophila melanogaster (vert foncé), Caenorhabditis elegans (orange). Des séquences apparentées sont aussi présentes chez des organismes primitifs tels que l’éponge Geodia cydonium (noir) et l’amibe Dictyostelium discoideum (pointillé noir). B. Organisation topologique des domaines structuraux des récepteurs heptahélices de classe III. Outre un domaine transmembranaire heptahélice (bleu), la majorité de ces récepteurs présente un domaine extracellulaire (rose) appelé domaine Venus flytrap. Un domaine riche en cystéines (9 cystéines pour 80 résidus, représenté en jaune) s’intercale entre le domaine Venus Flytrap et les sept domaines transmembranaires, sauf dans le cas des récepteurs GABAB. C. Un récepteur de classe III conformément à la représentation schématique utilisée dans cet article. R.: récepteur; S: séquence signal; Ext: extracellulaire; Int: intracellulaire; Mb: membrane cellulaire.

Tous ces récepteurs de classe III présentent une même organisation structurale qui s’appuie sur deux domaines principaux (Figure 1B): un domaine heptahélice, comme tous les RCPG, sur lequel est greffé un domaine amino-terminal extracellulaire de grande taille (400 à 600 résidus). Alors que pour la grande majorité des RCPG, et notamment les récepteurs de la classe de la rhodopsine, les agonistes se fixent dans le domaine heptahélice, c’est au niveau du domaine extracellulaire qu’interagissent les activateurs des récepteurs de classe III. Comment la fixation d’un agoniste sur le domaine extracellulaire du récepteur peut-elle conduire à l’activation des protéines G par l’intermédiaire du domaine heptahélice ?

La structure du domaine extracellulaire a été récemment résolue pour le récepteur mGlu₁; elle fournit quelques éléments de réponse [ 9]. Le domaine de liaison est un domaine globulaire constitué de deux sous-domaines, ou lobes (LB1 et LB2), entre lesquels le glutamate vient se loger (Figure 2). Chaque lobe est constitué d’un feuillet β à sept brins, encadré sur ses deux faces par des hélices α. Cette structure est en fait identique à celle de certaines protéines des bactéries à Gram négatif qui jouent le rôle de récepteurs des acides aminésbranchés lors de leur transport du périplasme vers le cytoplasme [ 10]. Pour toutes ces protéines, deux grands types de conformations peuvent être mis en évidence: une conformation ouverte, qui crée une large poche entre les deux lobes, et une conformation fermée, caractérisée par le rapprochement des deux lobes (Figure 2). Ces deux types de conformation sont en équilibre, mais la forme ouverte est prépondérante en l’absence de ligand, tandis que la forme fermée serait stabilisée après la fixation de l’agoniste (Figure 2). Par analogie avec le piège à mouche des plantes carnivores de la famille Dioneae (ou communément Venus flytrap en anglais), ce mécanisme a été appelé Venus flytrap. Si, dans le cas des récepteurs mGlu, le glutamate peut interagir avec une conformation du domaine de liaison ouverte ou fermée, il établit plus de liaisons avec la protéine en conformation fermée, ce qui stabilise cette dernière qui serait donc la forme active. Au contraire, la liaison des antagonistes est incompatible avec une conformation fermée du domaine de liaison, qui ne peut alors qu’adopter une conformation ouverte, inactive [ 11, 12]. La fermeture du domaine Venus flytrap constituerait donc une des premières étapes de l’activation d’un récepteur de classe III. Mais comment ce changement conformationnel conduit-il à l’activation du domaine heptahélice, puis à celle des protéines G ?

Figure 2. Le fonctionnement du « piège à mouche ». Représentation en ruban des quatre catégories de conformations possibles du domaine de liaison du récepteur mGlu1. 1. Vide et fermée (code d’identification au sein de la protein data bank [pdb]: 1ewv:A); 2. Vide et ouverte (pdb: 1ewv:B); 3. Liée au glutamate et ouverte (pdb: 1ewk:B); 4. Liée au glutamate et fermée (pdb: 1ewk:A). Les deux lobes composant un domaine Venus flytrap (LB1 et LB2) ainsi que la poche de liaison sont indiqués. Il existe un équilibre dynamique entre les différentes conformations du domaine Venus flytrap. La constante KD de dissociation d’un ligand est alors KD = KL(1+K1)/(1+αK1) et dépend donc de la constante de dissociation du ligand sur la forme ouverte (KL), de la constante d’équilibre entre les formes ouverte et fermée (K1) ainsi que de l’influence de la liaison du ligand sur cette constante (α). Si le ligand est un agoniste, la forme fermée est stabilisée (α> 1).

Figure 2. Le fonctionnement du « piège à mouche ». Représentation en ruban des quatre catégories de conformations possibles du domaine de liaison du récepteur mGlu1. 1. Vide et fermée (code d’identification au sein de la protein data bank [pdb]: 1ewv:A); 2. Vide et ouverte (pdb: 1ewv:B); 3. Liée au glutamate et ouverte (pdb: 1ewk:B); 4. Liée au glutamate et fermée (pdb: 1ewk:A). Les deux lobes composant un domaine Venus flytrap (LB1 et LB2) ainsi que la poche de liaison sont indiqués. Il existe un équilibre dynamique entre les différentes conformations du domaine Venus flytrap. La constante KD de dissociation d’un ligand est alors KD = KL(1+K1)/(1+αK1) et dépend donc de la constante de dissociation du ligand sur la forme ouverte (KL), de la constante d’équilibre entre les formes ouverte et fermée (K1) ainsi que de l’influence de la liaison du ligand sur cette constante (α). Si le ligand est un agoniste, la forme fermée est stabilisée (α> 1).

Dès 1996, il a été montré que des RCPG de classe III existaient sous forme de dimères constitutifs [ 13]. Ces dimères peuvent être des homo- ou des hétérodimères. Les récepteurs mGlu et CaS sont des homodimères. La démonstration définitive en a été apportée avec la résolution de la structure du domaine extracellulaire du récepteur mGlu1, qui se révèle être un dimère de domaines Venus Flytrap [9]. La participation directe des domaines heptahélices à la cohésion et au fonctionnement de l’oligomère est attendue, mais n’est pas encore clairement démontrée.

Le récepteur GABA_B est, quant à lui, un récepteur hétérodimérique formé par l’assemblage de deux récepteurs heptahélices appelés GABA_B1 et GABA_B2. Le récepteur GABA_B a été identifié sur le plan pharmacologique il y a plus de vingt ans par Bowery. Il s’agit d’un type de récepteur du GABA distinct des récepteur-canaux de type GABA_A, les seuls connus à cette époque [ 14]. Ce n’est qu’en 1997 que l’équipe de Bettler (Bâle, Suisse), a cloné le premier récepteur heptahélice du GABA, GABA_B1, capable de se lier à tous les ligands connus du récepteur GABA_B, mais incapable d’activer les protéines G [ 15]. En recherchant d’autres protéines homologues de GABA_B1 ou capables de complémenter GABA_B1 fonctionnellement, cinq groupes ont indépendamment identifié le récepteur GABA_B2 [ 16– 20].

GABA_B1 et GABA_B2 interagissent notamment (mais pas uniquement) via une interaction de type coiled-coil impliquant les domaines intracellulaires des deux protéines (Figure 3). L’assemblage de l’hétéromère est étroitement contrôlé dès les étapes de sa synthèse, car la sous-unité GABA_B1 est retenue au sein du réticulum endoplasmique par une séquence de rétention (résidus RSRR adjacents au domaine coiled-coil) qui est masquée lorsque GABA_B2 vient s’y associer [ 21]. Ainsi, les deux récepteurs heptahélices GABA_B1 et GABA_B2 sont toujours associés à la surface des cellules. Quels sont cependant le rôle et l’importance de la dimérisation dans le mécanisme d’activation des récepteurs heptahélices de classe III ? La dimérisation est-elle simplement un moyen de co-localiser deux récepteurs fonctionnellement indépendants au sein d’un micro-environnement membranaire ou bien faut-il, au contraire, voir un dimère de récepteur heptahélice comme l’unité fonctionnelle d’un RCPG ?

Figure 3. Le récepteur hétérodimérique GABAB. Il est constitué de deux sous-unités GABAB1 (en rose) et GABAB2 (en bleu) qui interagissent physiquement, notamment par un domaine coiled-coil intracellulaire. Le domaine Venus flytrap de GABAB1 constitue le site de liaison de l’agoniste (GABA) sur l’hétérodimère (à gauche). La sous-unité GABAB2 possède également un domaine semblable, mais qui est incapable de se lier directement au GABA (à droite). Sa présence confère toutefois à GABAB1 une meilleure affinité pour les agonistes (← +). De la même façon, le domaine heptahélice de GABAB2 contient tous les déterminants nécessaires pour activer les protéines G (sous-unités α, β et γ), mais la présence du domaine heptahélice de GABAB1 est nécessaire pour un couplage optimal (→ +). Ext: extracellulaire; Int: intracellulaire; Mb: membrane cellulaire.

Figure 3. Le récepteur hétérodimérique GABAB. Il est constitué de deux sous-unités GABAB1 (en rose) et GABAB2 (en bleu) qui interagissent physiquement, notamment par un domaine coiled-coil intracellulaire. Le domaine Venus flytrap de GABAB1 constitue le site de liaison de l’agoniste (GABA) sur l’hétérodimère (à gauche). La sous-unité GABAB2 possède également un domaine semblable, mais qui est incapable de se lier directement au GABA (à droite). Sa présence confère toutefois à GABAB1 une meilleure affinité pour les agonistes (← +). De la même façon, le domaine heptahélice de GABAB2 contient tous les déterminants nécessaires pour activer les protéines G (sous-unités α, β et γ), mais la présence du domaine heptahélice de GABAB1 est nécessaire pour un couplage optimal (→ +). Ext: extracellulaire; Int: intracellulaire; Mb: membrane cellulaire.

Dans le cas du récepteur GABA_B, la dimérisation est nécessaire à l’activité du récepteur en permettant une complémentation fonctionnelle entre les récepteurs heptahélices GABA_B1 et GABA_B2. En effet, le domaine Venus flytrap de la sous-unité GABA_B1 contient le site de liaison des agonistes tandis que le domaine heptahélice de la sous-unité GABA_B2 contient les déterminants structuraux permettant le couplage aux protéines G. Le domaine heptahélice de GABA_B1 et le domaine Venus flytrap de GABA_B2 jouent également un rôle, puisqu’ils sont nécessaires à une activation optimale du récepteur en augmentant respectivement l’efficacité de couplage aux protéines G et l’affinité des agonistes [ 22, 23] (Figure 3). Ainsi, les deux types de sous-unités sont non fonctionnels et doivent coopérer pour former un récepteur GABA_B fonctionnel. Ce mode de fonctionnement ne semble pas être unique au sein des récepteurs couplés aux protéines G et pourrait s’appliquer aux récepteurs gustatifs T₁. En effet, aucun des trois récepteurs heptahélices que sont T₁R1, T₁R2 ou T₁R3 n’est fonctionnel lorsqu’il est exprimé individuellement, mais l’association des sous-unités T₁R1 et T₁R2 reconstitue un récepteur au « goût sucré », tandis que l’association des sous-unités T₁R1 et T₁R3 est à l’origine d’un récepteur du « goût umami » [ 24, 25] (→).

(→) m/s 2000, n° 6-7, p. 852

Un second rôle proposé pour la dimérisation des RCPG de classe III est de permettre la mise en place de mouvements conformationnels de large amplitude entre sousunités, permettant de coupler la fermeture des domaines Venus flytrap extracellulaires à l’activation des domaines heptahélices. Ce mécanisme de type allostérique s’appuie sur la résolution des structures cristallographiques du dimère de domaines externes du récepteur mGlu1 en présence ou en l’absence d’agoniste ou d’antagoniste. Outre la confirmation du mécanisme de Venus flytrap, ces structures montrent que la liaison d’un agoniste est à l’origine d’un changement conformationnel aboutissant à un changement de l’orientation relative des deux protomères. Deux hélices α parallèles du lobe 1 (LB1) de chaque monomère forment une première zone de contact entre les sous-unités. À l’état inactif, c’est-à-dire en l’absence d’agoniste ou en présence d’antagoniste, l’angle entre les deux couples d’hélices de chaque monomère est de 140° [9] (Figure 4A, à gauche). Les lobes 2 (LB2) sont alors maintenus éloignés par répulsion électrostatique [11] (Figure 4B, conformation n° 2). Lorsque la liaison du glutamate stabilise au moins l’une des deux sous-unités en conformation fermée, les deux domaines extracellulaires pivotent l’un par rapport à l’autre et l’angle des deux couples d’hélices formant l’interface de LB1 passe de 140° à 40° (Figure 4A, à droite). Une nouvelle interface de contact est alors créée entre les domaines LB2, stabilisant la conformation active (Figure 4B, conformation n° 3).

Figure 4. Importance de la dimérisation dans le mécanisme d’activation du récepteur mGlu1. A. En haut, est représentée la structure tridimensionnelle du dimère de domaines Venus flytrap dans l’état inactif (pdb: 1ewt, à gauche) et dans l’état actif, en présence de glutamate (pdb: 1ewk, à droite). Dans les deux cas, l’encadré rouge montre un agrandissement de la zone de contact des lobes 1 (LB1). Cette interface est constituée de deux hélices pour chaque protomère (hélices bleues pour le protomère A et vertes pour le protomère A’). Le passage à l’état activé est caractérisé par un fort changement de l’orientation relative des deux protomères. En bas, le pivotement d’un domaine Venus flytrap par rapport à l’autre est schématisé. Dans ce modèle, la fermeture d’un seul protomère est suffisante pour déclencher le changement conformationnel. O: conformation ouverte; F: conformation fermée. B. Rôle de l’interface de contact des lobes 2 (LB2). Le pivotement au niveau de l’interface des deux lobes 1 (LB1) illustré en A s’accompagne de la création d’une nouvelle zone de contact entre les deux lobes 2. Ce contact n’est stable, et ne peut donc exister, que si l’un des domaines Venus flytrap est fermé. Les encadrés rouges détaillent les interactions moléculaires ayant lieu à cette interface. La conformation nº1 est un modèle construit en faisant pivoter « manuellement » deux protomères ouverts autour de l’axe de rotation du lobe 1, de manière à mettre artificiellement en contact les lobes 2. L’interface ainsi créée met face à face des résidus de même charge, ce qui est très défavorable thermodynamiquement et explique pourquoi la probabilité d’existence d’une conformation active réalisée à partir de deux domaines Venus flytrap ouverts est faible. En revanche, dans le cas de figure réel nº3, la charge positive de la lysine 260 neutralise en partie la charge du glutamate 238. C. Le pivotement des domaines flytrap a pour conséquence le rapprochement de leurs extrémités carboxy-terminales auxquelles sont rattachés les domaines heptahélices (en bleu) via le domaine riche en cystéines (en jaune). Ce rapprochement pourrait être à l’origine du changement conformationnel des domaines heptahélices, lui-même à l’origine de l’activation des protéines G.

Figure 4. Importance de la dimérisation dans le mécanisme d’activation du récepteur mGlu1. A. En haut, est représentée la structure tridimensionnelle du dimère de domaines Venus flytrap dans l’état inactif (pdb: 1ewt, à gauche) et dans l’état actif, en présence de glutamate (pdb: 1ewk, à droite). Dans les deux cas, l’encadré rouge montre un agrandissement de la zone de contact des lobes 1 (LB1). Cette interface est constituée de deux hélices pour chaque protomère (hélices bleues pour le protomère A et vertes pour le protomère A’). Le passage à l’état activé est caractérisé par un fort changement de l’orientation relative des deux protomères. En bas, le pivotement d’un domaine Venus flytrap par rapport à l’autre est schématisé. Dans ce modèle, la fermeture d’un seul protomère est suffisante pour déclencher le changement conformationnel. O: conformation ouverte; F: conformation fermée. B. Rôle de l’interface de contact des lobes 2 (LB2). Le pivotement au niveau de l’interface des deux lobes 1 (LB1) illustré en A s’accompagne de la création d’une nouvelle zone de contact entre les deux lobes 2. Ce contact n’est stable, et ne peut donc exister, que si l’un des domaines Venus flytrap est fermé. Les encadrés rouges détaillent les interactions moléculaires ayant lieu à cette interface. La conformation nº1 est un modèle construit en faisant pivoter « manuellement » deux protomères ouverts autour de l’axe de rotation du lobe 1, de manière à mettre artificiellement en contact les lobes 2. L’interface ainsi créée met face à face des résidus de même charge, ce qui est très défavorable thermodynamiquement et explique pourquoi la probabilité d’existence d’une conformation active réalisée à partir de deux domaines Venus flytrap ouverts est faible. En revanche, dans le cas de figure réel nº3, la charge positive de la lysine 260 neutralise en partie la charge du glutamate 238. C. Le pivotement des domaines flytrap a pour conséquence le rapprochement de leurs extrémités carboxy-terminales auxquelles sont rattachés les domaines heptahélices (en bleu) via le domaine riche en cystéines (en jaune). Ce rapprochement pourrait être à l’origine du changement conformationnel des domaines heptahélices, lui-même à l’origine de l’activation des protéines G.

L’ensemble de ces résultats montrent que le changement de conformation d’un domaine Venus flytrap résultant de la fixation d’un agoniste peut être largement amplifié grâce à la structure dimérique du récepteur. Comment le pivotement des domaines Venus flytrap se traduit-il par l’activation des domaines heptahélices eux-mêmes responsables de l’activation des protéines G ? Il n’y a pour le moment pas de réponse, mais il est tentant de supposer que le mouvement relatif de la région extracellulaire repositionne les domaines heptahélices auxquels ils sont rattachés, favorisant ainsi une conformation active de ces derniers (Figure 4C). Un tel mécanisme d’activation n’est pas sans rappeler celui d’autres catégories de récepteurs telles que le récepteur de l’érythropoïétine, ou encore les récepteurs guanylate- cyclase des peptides natriurétiques [ 26, 27]. En effet, ces récepteurs existent sous forme de dimères constitutifs, et la fixation de l’agoniste se traduit par une nouvelle conformation de la partie extracellulaire du dimère conduisant à un rapprochement des parties intracellulaires possédant (ou étant associées à) une activité enzymatique.

Il semble donc que des structures dimériques jouent un rôle beaucoup plus général qu’on ne l’imaginait pour permettre le passage d’une information extracellulaire à l’intérieur de la cellule. Ce rôle essentiel de la dimérisation pour l’activation des récepteurs de classe III suggère que les récepteurs heptahélices des classes I et II pourraient également fonctionner sous forme de dimères. En accord avec cette hypothèse, de nombreux récepteurs heptahélices ont été observés sous forme de dimères, mais l’importance de ce phénomène dans le fonctionnement de ces protéines reste une énigme [ 28]. En quoi une structure dimérique serait-elle importante pour l’activation d’une protéine G hétérotrimérique ? En fait, la surface de la protéine G susceptible d’entrer en contact avec un récepteur est à peu près deux fois supérieure à celle de la partie intracellulaire d’un domaine heptahélice [ 29]. Pourtant, de nombreuses observations montrent qu’un RCPG peut entrer en contact aussi bien avec la sous-unité α qu’avec le dimère βγ de la protéine G. Il est donc possible que seul un dimère de domaines heptahélices ait la capacité d’entrer en contact avec les différents points de la protéine G, contact nécessaire à son activation [ 30]. Cette hypothèse est encore débattue, et d’autres études devront la démontrer ou l’infirmer.

Nous tenons à remercier Francine Acher, Anne-Sophie Bessis, Béatrice Duthey, Julie Kniazeff, Gilles Labesse, Gérald Milioti, Marie-Laure Parmentier, Laurent Prézeau et Philippe Rondard pour les nombreuses discussions stimulantes que nous avons eues, ainsi que Charlotte Deleuze pour la relecture du manuscrit.