Vignette (© Célia Ravel).

Dans l’espèce humaine, les glycoprotéines constituant la zone pellucide (ZP), les protéines ZP, qui sont au nombre de quatre, ZP1, ZP2, ZP3 et ZP4 [ 1 ], semblent être synthétisées dès le stade de follicule primordial [ 2 ]. Elles ne peuvent cependant être observées qu’au stade du follicule primaire, constitué d’un ovocyte entouré d’une couche de cellules cubiques de la granulosa. Cette enveloppe sépare physiquement l’ovocyte des cellules somatiques folliculaires dont l’interaction est essentielle pour la croissance et la progression méiotique du gamète femelle. Les composants de la zone pellucide sont synthétisés par l’ovocyte en croissance [ 3 ], mais les cellules de la granulosa participeraient également à leur élaboration [ 4 ]. La zone pellucide apparaît autour des ovocytes en croissance sous forme de poches de fibrilles localisées qui fusionnent rapidement pour former une matrice extracellulaire. Les protéines ZP2 et ZP3 se combinent pour former des unités de base qui polymérisent en de longs filaments qui sont périodiquement reliés entre eux par les protéines ZP1 et ZP4. Les glycoprotéines ZP sont fortement glycosylées, exposant des résidus mannosyles, N-acétylglucosaminyles et bêta-galactosyles [ 5 ]. Dans l’espèce humaine, ZP1, ZP3 et ZP4 peuvent toutes trois induire une réaction acrosomique [ 4 ], contrairement aux modèles murins dans lesquels ZP3 est le principal agoniste de l’induction de la réaction acrosomique. Chez la souris, lors de la fécondation in vitro , la plupart des spermatozoïdes fécondants commencent leur réaction acrosomique avant le contact avec la zone pellucide [ 6 ]. Il semble en effet qu’une exocytose acrosomique survienne dans l’isthme supérieur au niveau de l’oviducte, avant d’atteindre l’ovocyte [ 7 ].

Avant la fusion avec la membrane plasmique ovocytaire, les spermatozoïdes se lient au domaine N-terminal de ZP2, qui est la cible d’une protéase granulaire corticale appelée ovastacine [ 8 ]. Lors de la fécondation, l’exocytose des granules corticaux entraîne la diffusion à travers la matrice d’ovastacine, à l’origine de la fragmentation du domaine N-terminal de ZP2, conduisant à une protéolyse ( Figure 1 ). Le clivage de ZP2 par l’ovastacine rend ainsi la zone pellucide imperméable aux spermatozoïdes. En effet, ce clivage modifie la structure de la protéine ZP2, qui forme alors de nouvelles interactions protéine-protéine. La liaison du spermatozoïde à ZP3 peut également être à l’origine de changements de conformation de la zone pellucide. Ces désorganisations de la structure de la zone pellucide altèrent ses propriétés mécaniques, empêchant, de fait, la polyspermie, puisque les spermatozoïdes ne peuvent plus s’y lier. Notons que la zone pellucide reste cependant perméable aux macromolécules, comme les anticorps, les enzymes et les petits virus [ 9 ].

Figure 1. Le relargage des granules corticaux (vésicules d’origine golgienne) entraîne la libération d’ovastatine qui, en clivant ZP2, va modifier la conformation de la zone pellucide (ZP) et empêcher toute liaison avec d’autres spermatozoïdes.

Figure 1. Le relargage des granules corticaux (vésicules d’origine golgienne) entraîne la libération d’ovastatine qui, en clivant ZP2, va modifier la conformation de la zone pellucide (ZP) et empêcher toute liaison avec d’autres spermatozoïdes.

Au cours de la croissance folliculaire, la zone pellucide s’épaissit, jusqu’à la maturation de l’ovocyte. Dans les ovocytes humains matures, l’épaisseur moyenne de la zone pellucide est de 17 μm (entre 15 et 20 μm). Certains embryons préimplantatoires ont une zone pellucide dont l’épaisseur est uniforme, d’autres présentent des régions localisées plus minces. Cette variation d’épaisseur de la zone pellucide peut être analysée, en particulier dans le cadre de l’évaluation morphologique des embryons préimplantatoires pour une fécondation in vitro (FIV). Au fur et à mesure que l’embryon se développe, la zone pellucide s’amincit. Au stade blastocyste, l’embryon éclot de sa zone pellucide avant de s’implanter dans l’utérus. Dans le cadre de la FIV, les variations d’épaisseur de la zone pellucide sont une caractéristique, encore controversée, de la réussite de l’implantation de l’embryon au stade clivé [ 10 ].

Lorsqu’un follicule primordial commence à se développer, l’épaississement de la zone pellucide génère une fine extension de la cellule de la granulosa qui reste liée à la membrane ovocytaire par des jonctions ( Figure 1 ). Ces projections transzonales permettent une communication bidirectionnelle lors de la folliculogenèse. Ces longs prolongements des cellules de la corona radiata ¹ pénètrent à travers la zone pellucide et établissent des jonctions avec la membrane ovocytaire [ 11 ]. Ces jonctions, qui présentent des pores d’environ 15 Å, permettent le passage de petites molécules dans les ovocytes, à partir des cellules de la granulosa environnante, en particulier par le biais de vésicules. Le microenvironnement ovocytaire est en effet constitué d’une grande diversité de vésicules extracellulaires dont la composition reflète l’état physiologique du follicule ovarien [ 12 ]. Une telle communication entre les ovocytes en croissance et les cellules de la granulosa à travers la zone pellucide est nécessaire au développement folliculaire normal [ 9 ].

L’observation ultrastructurale de la zone pellucide révèle une structure filamenteuse constituée de longues fibrilles réticulées formées de polymères de glycoprotéines ZP maintenues entre eux par des liaisons non covalentes et un auto-assemblage de type amyloïde [ 13 ]. Chaque protéine ZP est constituée d’un domaine commun de 270 acides aminés ( ZP domaine ou ZPD) lui-même composé de deux sous-domaines structurellement apparentés aux immunoglobulines : ZP-N et ZP-C (ZP-N étant toujours placé avant ZP-C) ( Figure 2 ). Le domaine ZPD n’est pas spécifique aux protéines ovocytaires. Il se retrouve également dans d’autres protéines extracellulaires, telles que la tectorine, l’uromoduline, la mésogléine et les cuticlines [ 9 ].

Figure 2. Organisation architecturale schématique des précurseurs protéiques ZP. Ces précurseurs sont clivés et libérés dans l’espace périvitellin où ils adopteront un repliement efficace. AA : acides aminés (pour plus de clarté, l’espacement relatif n’est pas dessiné à l’échelle) (adapté de la figure 1 de [ 34 ]).

Figure 2. Organisation architecturale schématique des précurseurs protéiques ZP. Ces précurseurs sont clivés et libérés dans l’espace périvitellin où ils adopteront un repliement efficace. AA : acides aminés (pour plus de clarté, l’espacement relatif n’est pas dessiné à l’échelle) (adapté de la figure 1 de [ 34 ]).

Les protéines ZP sont synthétisées sous la forme d’un précurseur composé d’un peptide signal, du domaine ZPD (ZP-N et ZP-C), d’un domaine transmembranaire et d’une région cytoplasmique. Des copies du domaine ZP-N sont également retrouvées dans les régions N-terminales de ZP1, ZP2 et ZP4. Dans ZP1 et ZP4, un domaine en trèfle ( trefoil domain ), impliqué dans les interactions protéine-protéine, précède les modules ZP ( Figure 2 ). Ces précurseurs subissent un processus de repliement et se polymérisent à l’extérieur de l’ovocyte. Le sous-domaine ZP-N est particulièrement impliqué dans la polymérisation en fibrilles des protéines ZP naissantes [ 14 ].

Première structure modélisée chez la souris [ 15 ], ZP1 est un homodimère constitué de deux polypeptides identiques liés par un pont disulfure. Il agit comme un agent de réticulation des fibrilles individuelles en réticulant de manière covalente les filaments de ZP dans une matrice tridimensionnelle ( Figure 3 ). D’autres modèles structuraux ont également été proposés, comme une zone pellucide formée de la répétition d’hétérodimères ZP3-ZP2 et ZP3-ZP1 [ 16 ], ou des polymères de ZP1-ZP2-ZP3 reliés entre eux par ZP1 [ 17 ].

Figure 3. Organisation des différentes glycoprotéines ZP humaines, chacune présentant sa spécificité.

Figure 3. Organisation des différentes glycoprotéines ZP humaines, chacune présentant sa spécificité.

Le fragment C-terminal de ZP3 (ZP-C) a été impliqué dans la liaison des spermatozoïdes. Sa partie amino-terminale (ZP-N) participe à la formation de la zone pellucide [ 18 ]. Dans ZP2, on retrouve un site de clivage post-fécondation important pour la modification structurale de la zone pellucide [ 19 ]. Enfin, ZP4 est impliqué dans la liaison des spermatozoïdes à la zone pellucide [ 20 ].

Chez la souris, les spermatozoïdes ont tendance à pénétrer dans les régions proches du globule polaire : c’est à ce niveau que l’espace périvitellin est le plus large, ce qui laisse un espace suffisant aux spermatozoïdes pour se déplacer [ 21 ]. Au cours du développement préimplantatoire, la zone pellucide influencera ainsi l’alignement de l’axe embryonnaire et du premier plan de clivage. Elle assurera également l’intégrité de l’embryon lors de son trajet dans les trompes de Fallope pour rejoindre l’utérus [ 3 ].

Si l’organisation des domaines ZP a été conservée au cours de centaines de millions d’années d’évolution, c’est pourtant la zone pellucide qui permet la reconnaissance spécifique entre les espèces. En effet, la zone pellucide ne reconnaît et ne fixe que les spermatozoïdes appartenant à la même espèce que l’ovocyte qu’elle entoure. Les protéines ZP jouent un rôle important dans cette barrière entre espèces. ZP2 et ZP3 font ainsi partie des 10 % de protéines les plus divergentes chez les mammifères [ 22 ]. La zone pellucide humaine est constituée des quatre sous-unités ZP1 à ZP4, mais chez certaines espèces (chien, renard, porc, bovin), ZP1 peut être absente. En revanche, sept protéines ZP ont été décrites chez les marsupiaux australasiens, et huit chez les monotrèmes ² [ 23 ]. Chez la souris, ZP4 est absente dans le sous-genre Mus , mais elle est présente chez les autres espèces murines [ 24 ]. Dans l’espèce humaine, ZP4 pourrait remplacer ZP2 dans la constitution d’une zone pellucide [ 25 ] et, curieusement, une mutation conservée de ZP4 (p.A433 V, l’alanine 433 modifiée en valine) a été retrouvée chez 15 espèces de vertébrés, d’ Homo Sapiens à Oryctolagus cuniculus ³ [ 26 ]. Notons que la partie C-terminale de ZP3 joue un rôle majeur dans sa capacité à lier les spermatozoïdes d’une manière restreinte à l’espèce [ 17 ].

De nombreuses mutations ont été décrites chez des patientes infertiles ( Tableau I ). Les mutations touchant les gènes ZP1 , ZP2 , ZP3 et ZP4 influencent les fonctions des protéines correspondantes et sont à l’origine d’une absence de zone pellucide ou d’anomalies ovocytaires allant jusqu’au syndrome du follicule vide, qui conduit à une infertilité [ 27 ].

Les études réalisées chez l’être humain et chez la souris ont révélé que les observations faites dans une espèce ne pouvaient être extrapolées à d’autres. Ainsi, chez Mus musculus , Zp4 est un pseudogène. Cette espèce n’est donc pas un modèle animal adéquat pour étudier l’infertilité humaine, en particulier l’infertilité idiopathique. Chez les espèces qui présentent quatre glycoprotéines ZP, la génération d’animaux KO pourrait être informative afin de comprendre la fonctionnalité des différentes protéines, comme pour ZP4 qui a été identifiée chez les lapins pour son rôle crucial dans le développement de l’embryon mais pas dans la fécondation [ 40 ]. Chez l’être humain, les travaux de recherche sur la zone pellucide nécessiteraient la manipulation d’ovocytes et d’embryons préimplantatoires. Cela soulève cependant des problèmes éthiques, malgré l’importance de ces recherches pour améliorer le diagnostic et le traitement des patientes présentant des mutations dans les gènes codant les glycoprotéines de la zone pellucide qui sont à l’origine d’anomalies ovocytaires et d’une infertilité. Les souris humanisées pourraient alors constituer un modèle d’étude de la structure de la zone pellucide humaine permettant en particulier de comprendre son rôle de barrière d’espèce [ 53 ] ( → ).

(→) Voir la Nouvelle de J.C. Weill et C.A. Reynaud, m/s n° 11, novembre 2014, page 949

Les auteures déclarent n’avoir aucun lien d’intérêt concernant les données publiées dans cet article.

DT est bénéficiaire du programme SCORE (Standing Committee On Research Exchange). Les auteures remercient Luca Jovine (professeur de biologie structurale, Department of Biosciences and Nutrition, Karolinska Institutet) pour son aide, en particulier pour la réalisation de la Figure 3 .