Les GS sont des complexes ribonucléoprotéiques, composés d’ARN messagers (ARNm) non traduits et de protéines. Présents dans le cytoplasme, ils ne sont pas délimités par une membrane lipidique, comme le sont la plupart des organelles (comme les mitochondries, le réticulum endoplasmique, etc.) [ 4 ]. Les échanges entre les GS et le cytoplasme sont rapides et dynamiques, de l’ordre de quelques secondes [ 6 , 7 ]. Ces deux propriétés, couplées à leur capacité à se comporter comme des structures dites « liquides », ont longtemps rendu leur purification impossible. Bien qu’aujourd’hui deux équipes aient développé des protocoles permettant d’identifier la composition globale de ces granules [ 8 , 9 ], la plupart des approches utilisées actuellement reposent sur l’immunofluorescence, pour les protéines, et sur l’hybridation in situ fluorescente ( fluorescence in situ hybridization , FISH) ¹ pour les ARNm [ 10 ].

Parmi les protéines identifiées dans les GS, un grand nombre possèdent des régions qui, grâce à des domaines de faible complexité et/ou intrinsèquement désordonnés, comme ceux des prions, permettent la formation des complexes ribonucléoprotéiques [ 11 ]. Plusieurs de ces protéines se lient directement à l’ARNm et, même si une grande majorité sont impliquées dans le métabolisme de ces acides nucléiques, ces protéines sont également impliquées dans diverses autres voies métaboliques. La composition protéique des GS est très diverse [ 12 , 13 ]. On y trouve des protéines impliquées dans l’apoptose, comme RACK1 (r eceptor of activated protein C kinase 1 ), TRAF2 ( TNF receptor-associated factor 2 ) ou RPSKA2 ( ribosomal protein S6 kinase alpha-2 ) [ 14 - 16 ], des régulateurs de la traduction, comme les protéines des complexes eIF3 et eIF4 ( eukaryotic translation factor 3,4 ), CPEB1 ( cytoplasmic polyadenylation element-binding protein 1 ), PABP1 ( polyadenylate-binding protein-1 ) [ 3 , 7 , 17 , 18 ], voire de petites sous-unités ribosomiques [ 13 , 19 , 20 ].

La très grande variété de composition des GS suggère une participation de ces granules à une signalisation cellulaire complexe et dynamique [ 13 ]. En effet, lorsqu’une protéine est recrutée dans ces granules, sa fonction originelle peut être modifiée ou neutralisée temporairement. C’est notamment le cas de protéines pro-apoptotiques, ce qui permet à la cellule de moduler le processus apoptotique et de survivre, tant que les GS sont présents et fonctionnels [ 14 - 16 ]. Certaines protéines peuvent changer temporairement de fonction, en subissant des modifications post-traductionnelles. Elles permettent alors une réponse efficace de la cellule au stress. C’est le cas, par exemple, de G3BP1 ( Ras GTPase-activating protein-binding protein 1 ), décrite comme une hélicase [ 21 ] et une RNAse en condition basale. Sa phosphorylation entraîne son recrutement au niveau des GS afin de protéger les ARNm de la dégradation [ 22 , 23 ]. Soulignons cependant que de nouvelles études ont remis en question le rôle de la phosphorylation de G3BP1 dans ce processus [ 24 , 25 ]. D’autres protéines, nécessaires à la survie de la cellule, comme la chaperonne HSP70 ( heat shock protein 70 ), sont, par contre, totalement exclues des GS et restent dans le cytoplasme, ce qui leur permet de remplir leur(s) fonction(s) normale(s).

Récemment, un réseau de 36 protéines majeures impliquées dans la régulation des granules de stress (GS) a été identifié. Certaines de ces protéines sont capables de compenser l’activité de ces derniers, indiquant un contrôle complexe de la formation et du désassemblage de ces granules [ 26 ].

Historiquement, les premiers marqueurs des GS identifiés sont PABP-1, TIA1 ( T-cell-restricted intracellular antigen-1 ), TIAR ( TIA1-related protein ), et HSP-27 ( heat shock protein 27 ) [ 18 ]. Les protéines TIA1 et TIAR, dont les structures sont très similaires, ont focalisé l’attention [ 13 ]. Lorsqu’elles sont surexprimées, TIA1 et TIAR induisent la formation spontanée de granules de stress, sans nécessiter une exposition de la cellule au stress [ 27 ]. Elles sont ainsi considérées comme des nucléateurs de la formation des GS ( Tableau I ) . Leurs fonctions d’auto-agrégation et de liaison à l’ARN leur assurent un rôle majeur dans la formation des GS [ 27 ]. Du fait de leur grande similarité de structure, TIAR et TIA1 ont longtemps été soupçonnées de se compenser l’une l’autre, la déplétion d’une seule des deux protéines aboutissant à une réduction seulement partielle de la formation des GS [ 18 , 28 ]. Aujourd’hui, nous savons que la déplétion simultanée de ces deux protéines n’inhibe pas la formation des GS. La régulation de la formation des GS est donc plus complexe qu’on ne le pensait [ 26 ].

Tableau I. Protéines Nucléateur Inhibiteur G3BP1 ✔ ✗ G3BP2 ✔ ✗ CAPRIN-1 ✔ ✗ USP10 ✗ ✔ TIA1 ✔ ✗ TIAR ✔ ✗ Protéines régulatrices des granules de stress (GS). Les protéines présentées dans ce tableau sont classées en deux catégories : des nucléateurs (en rouge), qui favorisent la formation des GS ; des protéines inhibitrices (en bleu) qui la freinent. Lorsque « V » est dans la colonne nucléateur, alors « X » est dans la colonne inhibiteur, ce qui signifie que la protéine est un nucléateur. À l’inverse, lorsque « X » est dans la colonne nucléateur et « V » dans la colonne inhibiteur, alors la protéine est un inhibiteur.

D’autres régulateurs de la formation des GS ont été mis en évidence, notamment un réseau protéique complexe, articulé autour de deux protéines : G3BP1 et G3BP2 ( Ras GTPase-activating protein-binding protein 1/2 ) [ 26 ]. G3BP1 et G3BP2 possèdent chacune une fonction «  nucléatrice  », due à leur capacité d’induire la formation spontanée des GS à la suite de leur surexpression transitoire ( Tableau I ) [ 24 ]. Ces protéines étant très proches structurellement, elles se compensent mutuellement, au moins en partie [ 4 , 23 ]. Dans la cellule, lorsque leur expression est réprimée individuellement, une diminution du nombre de cellules formant des GS est observée. Mais lorsque les cellules n’expriment aucune de ces deux protéines, la formation de GS est totalement inhibée en réponse à une majorité de stress aigus [ 4 , 26 ]. Cette particularité leur confère ainsi un rôle central dans le réseau de protéines impliquées dans la régulation des GS.

Certaines autres protéines participent au contrôle des GS et interagissent avec d’autres constituants protéiques, comme CAPRIN-1 ( cytoplasmic activation- and proliferation-associated protein 1 ) et USP10 ( ubiquitin carboxyl-terminal hydrolase 10 ) [ 4 , 26 ]. Ces deux protéines sont en compétition : elles se lient au même site de liaison de G3BP1/2, mais ont des effets opposés sur la formation des GS [ 4 ]. Alors que CAPRIN-1 aide à leur formation, USP10 l’inhibe ( Tableau I ) . Dans les cellules, la surexpression de CAPRIN-1 induit une formation spontanée des GS. Au contraire, la surexpression d’USP10 empêche la condensation de G3BP1 et de G3BP2, et inhibe la formation des GS.

Selon les types de stress rencontrés par la cellule, le rôle des protéines et leurs proportions au sein des GS varient. Ainsi, G3BP1 est retrouvée dans plus de 90 % des GS lorsque la cellule subit un stress thermique ou oxydant. En revanche, une exposition des cellules de la lignée HAP1 ^2, à des rayons UV induit moins de 20 % de GS incluant G3BP1 [ 3 ]. La forme et la taille des GS varient aussi en fonction des stress subis par la cellule [ 3 , 4 , 7 ]. Les différences observées entre les réponses selon les stress peuvent s’expliquer notamment par des voies distinctes de régulation des GS qui sont induites, faisant intervenir différentes protéines [ 26 ]. Des études complémentaires sont cependant nécessaires afin de confirmer cette hypothèse.

De nombreuses voies de signalisation sont modifiées dans les cellules cancéreuses. Certaines de ces modifications ont un effet plus ou moins direct sur la formation ou la fonction des GS. Ainsi, mTOR1 ( mammalian target of rapamycin 1 ) est suractivé dans les tumeurs, ce qui, en situation de stress, stimule la déphosphorylation du facteur d’initiation EIF4EBP, conduisant à la possible formation de GS. mTOR1 active également la kinase ribosomique S6K1 ( S6 kinase 1 ), ce qui, en situation de stress, favorise la phosphorylation de eIF2α et donc la formation de GS dans les cellules cancéreuses [ 38 ]. Lorsqu’elles sont mutées, des protéines comme KRAS (GTPase KRas) ou HRAS (GTPase HRas) (qui présentent des mutations dans 30 % des cancers) peuvent intervenir in vivo et in vitro dans la signalisation de la réponse au stress. Elles stimulent indirectement la phosphorylation de eIF2α et l’interaction entre EIF4G et EIF4A, avec pour conséquence de favoriser la formation de GS [ 39 ].

D’autres voies de signalisation sont également modifiées dans les tumeurs. Les cellules malignes reprogramment en effet leur métabolisme afin d’optimiser leur apport en énergie (voir [ 40 ] pour une description détaillée) ( → ).

(→) Voir la Synthèse de M. Cordier-Bussat et al ., m/s n° 8-9,août-septembre 2018, page 701

La glycolyse et la voie de biosynthèse des hexosamines ^3, , particulièrement utilisées par les cellules cancéreuses, favorisent la formation de GS. En effet, lorsque ces voies métaboliques sont bloquées, la formation de GS en situation de stress est altérée, comme le montrent les études réalisées sur les cellules de la lignée humaine d’ostéosarcome U2OS. La biosynthèse des hexosamines conduit à la formation de l’UDP-GlcNAc (uridine 5-diphospho N-acétylglucosamine), impliqué dans différentes modifications post-transcriptionnelles. Certaines protéines recrutées par les GS, comme RACK1 ( receptor for activated C kinase 1 ) ou la prohibitine-2, un récepteur mitochondrial impliqué dans la mitophagie, subissent ce type de modifications post-traductionnelles lors de l’exposition à un stress oxydant ou à un choc thermique. Lorsque les mécanismes moléculaires conduisant à ces modifications sont inhibés, la sensibilité des cellules au stress est accrue. Ainsi, la reprogrammation de ces voies métaboliques par les cellules cancéreuses pourrait leur permettre de résister à l’exposition à certains stress. De plus, des protéines impliquées dans les voies oncogéniques participent également à la formation de GS. C’est le cas de mTOR1/2 ou AMPK ( 5’-AMP-activated protein kinase ) qui, lorsqu’elles sont suractivées, favorisent l’induction des GS. L’ensemble de ces résultats indiquent que le détournement des voies métaboliques par les cellules cancéreuses favoriserait la survenue de GS [ 39 ]

Les protéines nucléatrices CAPRIN-1, G3BP1 et G3BP2 ont des capacités pro-tumorales. In vitro, elles interviennent dans l’initiation tumorale, la migration et la prolifération cellulaires ( Tableau II ) [ 36 ]. In vivo , les données obtenues dans des modèles murins confirment ces propriétés. En effet, la quantité de la protéine G3BP1 est corrélée à l’augmentation de la survenue de métastases pulmonaires après l’injection de cellules de carcinome hépatocellulaire dans la veine caudale [ 41 ], et de métastases pulmonaires et hépatiques dans le cas de cellules de carcinomes rénaux injectées de manière orthotopique (c’est-à-dire dans leur organe d’origine, le rein) [ 42 ]. À l’inverse, les niveaux d’expression de USP10, qui inhibe la formation des GS, sont corrélés à une diminution de l’invasion tumorale dans le cas de tumeurs hépatiques induites par l’injection sous-cutanée de cellules de carcinomes hépatocellulaires ( Tableau II ) [ 36 ].

Tableau II. Propriétés G3BP1 G3BP2 CAPRIN-1 USP10 Initiation tumorale + Prolifération + + – Migration + Propriétés tumorales des protéines régulatrices des granules de stress. « + » signifie que la protéine a un effet pro-tumoral ; « – » indique à l’inverse un effet inhibiteur. En rouge sont indiquées des études réalisées uniquement in vitro . En vert sont présentées des études réalisées in vitro et in vivo.

Chez les patients, plusieurs études ont montré une augmentation de l’expression des nucléateurs protéiques G3BP1, G3BP2, TIA1 et CAPRIN-1 dans les tissus tumoraux par rapport aux tissus sains adjacents [ 36 ]. De plus, une forte expression de ces protéines est de mauvais pronostic dans les cancers du sein, du foie, ainsi que dans d’autres tumeurs [ 36 ]. Au contraire, un fort niveau d’expression d’USP10 est relié à un bon pronostic pour les cancers de la prostate, du poumon, ou de l’ovaire [ 36 ].

In vitro , l’acquisition de résistances par les cellules, qui font suite à des expositions répétées à des stress, comme l’hypoxie ou des stress oxydants, est un processus bien documenté [ 43 ]. Ces mêmes stress sont également connus pour induire la formation de GS. Or, le développement tumoral est bien souvent accompagné de stress comme l’hypoxie, le manque de nutriments ou encore la constriction mécanique due au manque d’espace [ 37 ]. Par ailleurs, certaines molécules utilisées en chimiothérapie sont aussi perçues par la cellule comme un stress. Elles déclenchent la formation de GS et une chimiorésistance qui se traduit par la survie des cellules tumorales traitées [ 36 , 43 ]. Parmi ces molécules thérapeutiques, le bortézomib (inhibiteur du protéasome), le cisplatine (qui agit sur l’ADN) ou l’étoposide (qui inhibe la topoisomérase II ⁴ ) induisent des GS dans les cellules de lignées de gliomes de rats et de glioblastomes humains. Lorsque les cellules sont incapables de former des GS (en utilisant des cellules exprimant le mutant eIF2α ^S51A qui ne peut plus être phosphorylé), leur résistance et donc leur viabilité à la suite de leur exposition à ces molécules sont réduites, démontrant le rôle favorable des GS sur la survie cellulaire dans ce contexte [ 44 ]. Dans certains cas, le mécanisme de résistance induit par la formation de GS est connu. C’est le cas de l’exposition au 5-fluorouracil (5-FU), qui induit la séquestration, au sein des GS, de RACK-1, une protéine effectrice de l’apoptose, ce qui limite l’apoptose des cellules. L’exposition à la doxorubicine, qui provoque la formation de GS, favorise quant à elle, la traduction de l’ARNm codant MDR1 ( multi-drug resistance 1 ), une protéine connue pour son implication dans la chimiorésistance [ 43 ].

Toutes ces données accréditent donc l’hypothèse selon laquelle les GS participent au développement de chimiorésistance(s). Plusieurs études ont eu recours à la déplétion d’une des quatre kinases capables de phosphoryler eIF2α afin d’inhiber la formation des GS. Notamment, la déplétion de PERK ( PKR-like endoplasmic reticulum kinase ) a permis d’améliorer les effets des vinca-alcaloïdes ^5, sur les cellules de la lignée U2OS. De même, la déplétion de HRI ( heme-regulated inhibitor ) a pour effet une augmentation de la mort cellulaire après l’exposition au bortézomib des cellules des lignées cellulaires HeLa et Calu-1, dérivées d’un cancer du col de l’utérus et d’un cancer du poumon. Enfin, PKR ( protein kinase RNA-activated ) peut être partiellement bloquée avec un mélange de bêta-estradiol, de progestérone et de stanolone (ou dihydrotestostérone) (EPS), dans les cellules de la lignée HeLa, réduisant de façon très importante la formation de GS et la viabilité cellulaire en situation d’hypoxie [ 43 ].

Il est aussi possible de cibler la voie de signalisation mTOR en inactivant EIF4EBP : le complexe EIF4F se forme alors, induisant la traduction des ARNm, et empêchant la formation de GS. Cette inactivation améliore aussi l’efficacité des traitements par le 5-FU, le cisplatine, et par le trioxyde d’arsenic. De même, la déplétion simultanée de composants du complexe EIF4F (EIF4E et EIF4G1 ou EIF4A2) rend les cellules cancéreuses plus sensibles au bortézomib et à l’oxaliplatine [ 43 ]. Ainsi, de manière générale, les manipulations génétiques visant à inhiber la formation de GS induisent une augmentation d’efficacité des chimiothérapies, quel que soit le cancer.