Le séquençage du génome humain a révélé que le fonctionnement biologique de l’organisme le plus complexe de la planète ne reposait que sur 25 000 gènes seulement, un nombre légèrement plus élevé que celui exprimé chez le ver Caenorhabditis elegans (environ 20 000) et considérablement moins grand que celui du riz (environ 35 000). Comme le nombre de gènes n’est de toute évidence pas un bon indicateur de la complexité biologique, d’autres perspectives moléculaires doivent être envisagées. L’utilisation de combinaisons précises de gènes associée à la régulation temporelle de leur expression pourrait justifier cette complexité qui caractérise les organismes supérieurs. De plus, un mécanisme biologique très important nommé épissage alternatif conduirait à un niveau supérieur de diversité et de fonctionnalité des gènes.

La très grande majorité des gènes humains est constituée d’exons interrompus par des introns. Pour chacun des gènes transcrits en ARN pré-messager (pré-ARNm), l’épissage des introns permet de produire un ARN messager (ARNm) constitué d’exons dès lors positionnés de façon consécutive. L’épissage alternatif est le processus par lequel certains exons, certains introns ou des portions de ceux-ci, sont alternativement gardés ou enlevés (Figure 1). Comme plus de 70 % des gènes humains sont épissés de façon alternative [ 1] et que le nombre d’isoformes produits à partir d’un seul gène peut être important [ 2], ce processus permet à un organisme de produire un protéome beaucoup plus complexe que celui émanant d’un réservoir limité de gènes toujours épissés de façon uniforme.

Figure 1. Les modes d’épissage alternatif. Les modes d’épissage alternatif des pré-ARNm incluent l’exclusion d’exons, l’inclusion mutuellement exclusive d’exons, la concurrence entre sites d’épissage 5’, la concurrence entre sites d’épissage 3’ et la rétention d’introns.

Figure 1. Les modes d’épissage alternatif. Les modes d’épissage alternatif des pré-ARNm incluent l’exclusion d’exons, l’inclusion mutuellement exclusive d’exons, la concurrence entre sites d’épissage 5’, la concurrence entre sites d’épissage 3’ et la rétention d’introns.

Bien que les cellules puissent produire une variété importante d’ARNm, des dérèglements dans les niveaux relatifs d’isoformes peuvent causer certaines maladies graves. Dans certaines situations, des mutations ciblant directement des séquences régulatrices peuvent modifier la sélection des sites d’épissage alternatif. Par exemple, des maladies telles que la déficience familiale isolée en hormone de croissance type II (IGHD II), la démence fronto-temporale avec parkinsonisme liée au chromosome 17 (FTDP-17) et la mucoviscidose sont causées par ce type d’altération [ 3]. De plus, un changement dans les niveaux d’expression de certains facteurs d’épissage alternatif peut influencer l’apparition de certains cancers [ 4, 5].

Un épissage réussi repose sur la capacité d’une machinerie cellulaire à lier chacun des exons de façon précise et efficace. La première étape du processus est assez bien comprise : l’une des extrémités de l’intron, soit le site d’épissage 5’, est reconnue par un complexe ribonucléoprotéique appelé snRNP (small nuclear ribonucleoprotein) U1. La reconnaissance de l’autre extrémité, le site d’épissage 3’ constitué d’un site de branchement, d’une séquence riche en pyrimidines et du dinucléotide AG, exige la participation de plusieurs facteurs dont le snRNP U2 et l’hétérodimère U2AF65/U2AF35 (Figure 2A). L’efficacité avec laquelle les extrémités des exons sont reconnues est établie le plus fréquemment à partir des séquences qu’on y retrouve. Lorsque ces sites de liaison ne sont pas optimaux, un snRNP U1 lié à un site d’épissage 5’ pourra aider à mieux discerner un site d’épissage 3’ en amont, contribuant ainsi à définir l’exon (Figure 2A). Dans d’autres situations, des facteurs spécifiques comme les protéines SR peuvent lier des séquences situées à proximité des sites d’épissage pour favoriser leur reconnaissance par la machinerie splicéosomale (Figure 2B).

Figure 2. La reconnaissance des signaux d’épissage. A. La reconnaissance du site d’épissage 5’ (5’ss) (A/CAGGUA/GAGU) s’effectue via le snRNP U1, alors que la reconnaissance du site de branchement de la région riche en pyrimidines et du dinucléotide AG met en jeu respectivement le snRNP U2, U2AF65 et U2AF35. La reconnaissance du site d’épissage 3’ (3’ss) peut être couplée à la liaison du U1 snRNP en aval, contribuant ainsi à la définition de l’exon. B. Des séquences exoniques liées par les protéines SR permettent d’augmenter la reconnaissance des signaux d’épissage par le splicéosome. C. L’interaction entre protéines hnRNP liées près de sites d’épissage distants permet un rapprochement des extrémités de l’intron et contribue à inhiber l’utilisation de pseudo sites introniques. D. La liaison de SRp30c et ASF/SF2 à des régions introniques peut inhiber l’utilisation de sites d’épissage 3’. E. La liaison du régulateur PTB à une séquence intronique contribue à inactiver l’assemblage du spliceosome en inhibant l’interaction entre les snRNP U1 et U2. Lorsqu’il est lié dans l’exon, PTB peut inactiver la définition de l’exon en inhibant le couplage entre U2AF et le snRNP U1. La liaison de la protéine hnRNP A1 à une région exonique peut nuire à l’utilisation du site d’épissage 3’ situé en amont. F. L’expression d’un régulateur pourrait avoir des effets opposés dans différents types cellulaires. Dans l’exemple montré, un effet positif pourrait être attribué au facteur X dans l’épissage d’un exon alternatif pour le type cellulaire A. Cependant, dans le type cellulaire B, l’expression de la protéine X pourrait interférer avec la liaison d’un facteur plus puissant (Y). Le déplacement de Y par X dans le type cellulaire B diminuerait ainsi l’inclusion de l’exon alternatif.

Figure 2. La reconnaissance des signaux d’épissage. A. La reconnaissance du site d’épissage 5’ (5’ss) (A/CAGGUA/GAGU) s’effectue via le snRNP U1, alors que la reconnaissance du site de branchement de la région riche en pyrimidines et du dinucléotide AG met en jeu respectivement le snRNP U2, U2AF65 et U2AF35. La reconnaissance du site d’épissage 3’ (3’ss) peut être couplée à la liaison du U1 snRNP en aval, contribuant ainsi à la définition de l’exon. B. Des séquences exoniques liées par les protéines SR permettent d’augmenter la reconnaissance des signaux d’épissage par le splicéosome. C. L’interaction entre protéines hnRNP liées près de sites d’épissage distants permet un rapprochement des extrémités de l’intron et contribue à inhiber l’utilisation de pseudo sites introniques. D. La liaison de SRp30c et ASF/SF2 à des régions introniques peut inhiber l’utilisation de sites d’épissage 3’. E. La liaison du régulateur PTB à une séquence intronique contribue à inactiver l’assemblage du spliceosome en inhibant l’interaction entre les snRNP U1 et U2. Lorsqu’il est lié dans l’exon, PTB peut inactiver la définition de l’exon en inhibant le couplage entre U2AF et le snRNP U1. La liaison de la protéine hnRNP A1 à une région exonique peut nuire à l’utilisation du site d’épissage 3’ situé en amont. F. L’expression d’un régulateur pourrait avoir des effets opposés dans différents types cellulaires. Dans l’exemple montré, un effet positif pourrait être attribué au facteur X dans l’épissage d’un exon alternatif pour le type cellulaire A. Cependant, dans le type cellulaire B, l’expression de la protéine X pourrait interférer avec la liaison d’un facteur plus puissant (Y). Le déplacement de Y par X dans le type cellulaire B diminuerait ainsi l’inclusion de l’exon alternatif.

Un défi actuel considérable consiste à comprendre comment le complexe au site d’épissage 5’ trouve celui qui est assemblé au site d’épissage 3’ en aval. En effet, comme la taille des introns humains peut atteindre plusieurs milliers de nucléotides [ 6], on peut être intrigué par les mécanismes qui permettent de jumeler les jonctions d’épissage authentiques tout en évitant l’utilisation de pseudo-sites que l’on retrouve immanquablement dans les grands introns. Un mécanisme proposé par notre équipe met en cause la protéine hnRNP A1 liée à des séquences introniques près des jonctions d’épissage [ 7]. Une interaction entre protéines A1 liées favoriserait le rapprochement de complexes d’épissage distants tout en inhibant les sites d’épissage situés entre les séquences de liaison pour A1 (Figure 2C). Ce type d’interactions ne serait pas limité à hnRNP A1 car hnRNP H [ 8] et Nova2 [ 9] pourraient également promouvoir des changements dans la conformation du pré-ARNm afin de contribuer à identifier les partenaires d’épissage. Une fois les extrémités de l’intron jumelées, l’assemblage complet du splicéosome par l’ajout de snRNP et d’autres protéines aboutirait aux deux réactions successives de trans-estérification menant à la ligation des deux exons et à l’excision de l’intron [ 10].

Bien que l’utilisation des sites d’épissage alternatifs soit soumise aux mêmes règles énoncées plus haut pour l’épissage générique, au moins deux propriétés supplémentaires contribuent à empêcher que ces sites d’épissage ne soient utilisés de façon systématique. Premièrement, leurs séquences n’adhèrent que faiblement aux consensus définissant des sites d’épissage efficaces. Deuxièmement, des régions introniques et/ou exoniques vont souvent mener au recrutement de facteurs qui inhiberont l’utilisation de ces sites. Ainsi, la liaison de protéines SR à certaines régions introniques peut avoir un effet négatif. C’est le cas pour ASF/SF2 et SRp30c qui inhibent la disponibilité de certains sites d’épissage 3’ alternatifs [ 11, 12] (Figure 2D). D’autres protéines comme hnRNP A1 et PTB répriment aussi l’usage de certains sites d’épissage, soit en empêchant leur reconnaissance [ 13], soit en obstruant la communication entre ces sites [ 14, 15] (Figure 2E). Néanmoins, la liaison de certaines protéines activatrices peut contrer ces barrages et ainsi favoriser l’épissage au niveau de certains sites.

Beaucoup d’événements d’épissage alternatif se produisent plus fréquemment dans un tissu ou lors d’une situation biologique particulière [ 16]. Il est possible qu’un facteur exprimé de façon histo-spécifique puisse induire plusieurs décisions d’épissage : c’est le cas des régulateurs neuro-spécifiques Nova2 et nPTB [9, 17]. L’exemple de l’exon N1 du gène c-src illustre bien la contribution de ce type de régulation. Parmi les huit protéines participant à l’orchestration de cet épissage alternatif, la protéine PTB entraîne l’exclusion de l’exon N1 dans les cellules non neuronales, tandis que dans les cellules neuronales, l’homologue neuro-spécifique nPTB empêche la liaison de PTB, favorisant ainsi l’inclusion de l’exon N1 [ 18]. Outre Nova2 et nPTB, il existe pour le moment peu d’exemples de protéines régulatrices exprimées de façon clairement histo-spécifique.

Comme le nombre de gènes épissés de façon alternative est élevé, chaque unité ne peut avoir son propre régulateur. Une façon plus répandue d’influencer la sélection d’un site d’épissage alternatif consiste à mettre en jeu plusieurs protéines régulatrices ; la décision finale étant le résultat de la contribution de tous ces facteurs. L’expression de ces protéines peut différer d’un type cellulaire à un autre [ 19] et des changements dans la concentration cellulaire de ces régulateurs provoquent des profils d’épissage alternatif de façon spécifique [ 20]. Les niveaux relatifs de transcription des gènes encodant ces régulateurs seraient donc très importants. De plus, l’expression de ces facteurs peut être sous le contrôle de micro-ARN. Par exemple, lors de la différenciation neuronale, miR-124 diminue les niveaux de PTB, contribuant ainsi à une transition neuro-spécifique du profil d’épissage alternatif de certains gènes [ 21]. Lors de la maturation musculaire, c’est l’expression du facteur nPTB qui est soumis à l’action de miR-133, altérant ainsi le profil d’épissage alternatif de gènes mobilisés dans la différenciation des myoblastes [ 22].

Dans les cas où des différences d’expression semblent absentes, un autre moyen de moduler la sélection des sites d’épissage aurait pour point de départ une modification de l’activité de ces régulateurs ou de leur localisation cellulaire en réponse à des signaux intra- et/ou extracellulaires. Des différences mineures dans ces niveaux pourraient avoir des effets importants si ces protéines coopèrent normalement avec d’autres facteurs pour produire un effet synergétique dans la régulation.

La spécificité d’action est aussi imposée par la position relative du site de liaison du facteur sur l’unité d’épissage alternatif. Par exemple, la liaison de hnRNP H à proximité du site d’épissage 3’ peut être répressive [ 23], tandis qu’elle stimule l’épissage lorsqu’elle est localisée dans l’intron de gènes comme c-src et Bcl-x [ 24, 25]. De même, la liaison de la protéine Fox2 en amont de certains exons provoque leur exclusion [ 26], tandis que l’inclusion de plusieurs exons est stimulée lorsque Fox2 est liée en aval [ 27]. Sur le pré-ARNm du récepteur R1 du NMDA, la protéine NAPOR (neuroblastoma apoptosis-related RNA-binding protein) favorise l’exclusion de l’exon 5, et l’inclusion de l’exon 21 sur le même pré-ARNm [ 28]. Ces situations illustrent l’importance du contexte sur le mode d’action d’une protéine régulatrice. On peut imaginer qu’un régulateur pourrait même avoir des effets opposés sur un événement d’épissage donné s’il interfère avec l’activité d’un facteur plus puissant exprimé seulement dans un type cellulaire (Figure 2F).

La transcription peut influencer l’épissage alternatif de quatre façons distinctes. Premièrement, comme la force d’un promoteur détermine la quantité des transcrits produits, une stimulation dans l’expression d’un gène pourrait rendre insuffisant le niveau d’un régulateur entraînant un changement dans la sélection des sites d’épissage (Figure 3A). Deuxièmement, l’assemblage de complexes transcriptionnels distincts à un promoteur pourrait changer la localisation nucléaire de l’unité de transcription pour une région plus richement pourvue en facteurs de régulation spécifiques (Figure 3B). Troisièmement, un régulateur d’épissage pourrait être recruté par un complexe transcriptionnel précis ou par l’intermédiaire du domaine carboxy-terminal (CTD) de l’ARN polymérase II. Par exemple, l’inhibition de l’inclusion d’un exon alternatif de la fibronectine dépendrait directement du recrutement de SRp20 par le domaine CTD de l’ARN polymérase II [ 29]. L’interaction des facteurs d’épissage avec ce domaine étant modulée par l’état de phosphorylation du CTD [ 30], cette capacité serait très variable puisque le patron de phosphorylation du CTD change au cours de la transcription [ 31]. Il est donc possible d’envisager que des modifications ciblant le CTD et certains facteurs d’épissage moduleraient leurs interactions au cours d’une ronde transcriptionnelle avec des conséquences sur les profils d’épissage alternatif. Finalement, un couplage entre la transcription et l’épissage peut aussi reposer sur la vitesse d’élongation de l’ARN polymérase II. Un ralentissement de cette vitesse procurerait plus de temps à la machinerie d’épissage pour un assemblage sur des sites faibles [ 32]. Des sites de pause internes pour la polymérase auraient un effet similaire à condition que ceux-ci soient positionnés adéquatement [ 33].

Figure 3. Couplage entre la transcription et l’épissage. A. Un gène sous le contrôle d’un promoteur (rectangle orange, P1) produit une grande quantité d’ARN pré-messager dans un premier cas (gauche) et, dans d’autres conditions, ce gène exprime une moins grande quantité de transcrits (droite). Une protéine régulatrice (cercle rouge) ayant une activité négative sur un exon alternatif (rectangle vert) de cet ARN pré-messager sera en quantité insuffisante pour contrôler tous les exons alternatifs dans le cas où le transcrit est produit en trop grande quantité. Les rectangles bleus sont des exons constitutifs.B. Tout dépendant lequel des promoteurs est utilisé (rectangle orange ou rectangle mauve), le pré-ARN messager produit pourrait être transporté dans des régions différentes du noyau. Par exemple, lorsque le gène est exprimé sous le contrôle du promoteur 1 (P1, rectangle orange) (partie supérieure), le transcrit est envoyé dans une région riche en protéines régulatrices (cercles verts) et l’exon alternatif (rectangle vert) sera modulé par ces facteurs. Les rectangles bleus sont des exons constitutifs.

Figure 3. Couplage entre la transcription et l’épissage. A. Un gène sous le contrôle d’un promoteur (rectangle orange, P1) produit une grande quantité d’ARN pré-messager dans un premier cas (gauche) et, dans d’autres conditions, ce gène exprime une moins grande quantité de transcrits (droite). Une protéine régulatrice (cercle rouge) ayant une activité négative sur un exon alternatif (rectangle vert) de cet ARN pré-messager sera en quantité insuffisante pour contrôler tous les exons alternatifs dans le cas où le transcrit est produit en trop grande quantité. Les rectangles bleus sont des exons constitutifs.B. Tout dépendant lequel des promoteurs est utilisé (rectangle orange ou rectangle mauve), le pré-ARN messager produit pourrait être transporté dans des régions différentes du noyau. Par exemple, lorsque le gène est exprimé sous le contrôle du promoteur 1 (P1, rectangle orange) (partie supérieure), le transcrit est envoyé dans une région riche en protéines régulatrices (cercles verts) et l’exon alternatif (rectangle vert) sera modulé par ces facteurs. Les rectangles bleus sont des exons constitutifs.

Le couplage entre la transcription et l’épissage alternatif s’inscrit fort probablement dans un processus dynamique plus global où entre en jeu la structure de la chromatine. Ainsi, le complexe de remodelage de la chromatine SWI/SNF diminuerait la vitesse d’élongation de l’ARN polymérase II et provoquerait l’accumulation de l’enzyme à un endroit précis d’une unité d’épissage alternatif [ 34]. De plus, certains composants de la chromatine pourraient médier les interactions entre le CTD et certaines kinases. À la suite d’une première ronde transcriptionnelle, une série de modifications de la chromatine pourrait accélérer la vitesse de transcription des rondes successives [ 35], avec des conséquences sur les profils d’épissage alternatif de ce gène.

La plupart des régulateurs d’épissage subissent des modifications post-traductionnelles telles la phosphorylation. Ainsi plusieurs kinases dont SRPK (SR proteinspecific kinase-1), CLK/STY, PRP4K, CDK11 (cyclin-dependent kinase 11)/PITSLRE et CDK12/CrkRS (Cdc2-related kinase), et au moins une phosphatase (PP1) jouent un rôle dans la modulation de l’activité des protéines SR. Bien que l’on ignore encore l’étendue des événements de signalisation qui influencent l’épissage alternatif, certaines voies incluant Ras/MEK/ERK, Rac/JNK/p38 MAPK, Ras/PI3K/Akt et Ca²⁺/calmoduline/CaMKIV ont répertoriées [ 36]. Parmi les exemples les mieux étudiés, la voie Ras/Raf/MEK/ERK régule étroitement l’épissage alternatif de l’exon variable 5 (v5) de CD44. La protéine de liaison à l’ARN Sam68 a également été reconnue comme une cible directe pour ERK, sa phosphorylation stimulant l’inclusion de l’exon v5 de CD44 [ 37].

L’étude détaillée des mécanismes de régulation commence à révéler l’existence de voies convergentes assurant une quantité précise des variants d’épissage. Pour le gène apoptotique Bcl-x, par exemple, plusieurs protéines régulatrices et voies de signalisation contribuent à définir la production de deux isoformes : la version anti-apoptotique Bcl-x_L et la forme Bcl-x_S qui encourage, au contraire, la mort cellulaire [ 38]. Parmi les protéines régulatrices connues, on compte certaines protéines SR comme SRp30c, des protéines hnRNP comme A1, F et H et d’autres facteurs comme Sam68 (68-kDa Src-associated protein) et SAP155 [25, 39– 41] (Figure 4).

Figure 4. Protéines régulatrices participant à l’épissage alternatif de Bcl-x. L’épissage alternatif du gène Bcl-x engendre une isoforme pro-apoptotique ou anti-apoptotique. La voie de signalisation de la protéine kinase C (PKC) est en cause dans l’inhibition du site d’épissage par l’intermédiaire d’un facteur encore inconnu. La protéine SAP155 inhibe l’utilisation du site d’épissage xS, alors que Sam68, hnRNP A1, F et H favorisent la production de l’isoforme Bcl-xS. SRp30c stimule l’utilisation du site d’épissage 5’ de Bcl-xL.

Figure 4. Protéines régulatrices participant à l’épissage alternatif de Bcl-x. L’épissage alternatif du gène Bcl-x engendre une isoforme pro-apoptotique ou anti-apoptotique. La voie de signalisation de la protéine kinase C (PKC) est en cause dans l’inhibition du site d’épissage par l’intermédiaire d’un facteur encore inconnu. La protéine SAP155 inhibe l’utilisation du site d’épissage xS, alors que Sam68, hnRNP A1, F et H favorisent la production de l’isoforme Bcl-xS. SRp30c stimule l’utilisation du site d’épissage 5’ de Bcl-xL.

Étant donné les conséquences biologiques dramatiques de l’épissage sur Bcl-x, il n’est pas étonnant que ce processus soit étroitement intégré aux voies de signalisation qui surveillent l’état de santé de la cellule et sa relation avec son environnement. En effet, l’épissage alternatif menant à la synthèse de Bcl-x_S est encouragé par certains stress qui inactivent PP1 [41]. Alternativement, des cytokines telles que IL(interleukine)-6 et GM-CSF (granulocyte-macrophage colony-stimulating factor) augmentent la production de l’isoforme Bcl-x_L [ 42]. D’autre part, la kinase Fyn inhibe l’activité de Sam68 ce qui augmente la production de Bcl-x_L [ 40]. Finalement, bien que PKC puisse réprimer l’utilisation de Bcl-x_S dans certaines cellules, les cellules cancéreuses semblent utiliser des voies de régulation alternatives qui pourraient assurer une répression plus forte visant à promouvoir une meilleure résistance à l’apoptose [ 43].

La bio-informatique associée au développement de tests automatisés et à la récolte de données, par l’analyse de micropuces et le séquençage de masse, permet de prévoir une évolution rapide de notre compréhension des stratégies et des réseaux de régulation au cœur des décisions d’épissage dans différents types cellulaires. Comme ces décisions sont souvent altérées dans certaines pathologies comme le cancer, l’application des connaissances qui expliquent comment les différences d’expression, les mutations et les polymorphismes entre individus contribuent au développement des maladies et à leur évolution chez l’homme représente un enjeu important au plan médical. Force est de constater que l’incroyable diversité créée par l’épissage alternatif contribue actuellement à l’identification de nouveaux biomarqueurs à potentiel clinique [ 44]. Il est maintenant permis d’espérer qu’une meilleure caractérisation des isoformes d’épissage et des mécanismes régulant leur production mènera à des traitements innovateurs en vue d’améliorer la santé humaine.